Réaliser une analyse de liquide synovial avec une méthode manuelle - Pratique Vétérinaire Equine n° 199 du 01/07/2018
Pratique Vétérinaire Equine n° 199 du 01/07/2018

DIAGNOSTIC

Cahier pratique

Fiche technique

Auteur(s) : Matthieu Cousty*, Nicolas Pouletty**

Fonctions :
*Centre hospitalier
vétérinaire équin de Livet,
Cour Samson, 14140 St-Michel-de-Livet
**VETODIAG, Berville,
6, route du Robillard,
14170 L’Oudon

Les arthrites septiques sont fréquemment rencontrées chez le cheval adulte et le poulain [1]. Dans la majorité des cas, le diagnostic de certitude de contamination articulaire ne peut pas être établi avec l’examen clinique et l’imagerie. Il est alors obtenu par l’analyse du liquide synovial. Le comptage cellulaire est en général réalisable avec un hémacytomètre automatisé, mais de nombreuses machines n’acceptent pas le liquide synovial, en raison notamment de sa viscosité et de la présence d’agrégats fibrino-cellulaires fréquents. Le comptage manuel est alors une option.

Matériel et méthodes

Après une préparation chirurgicale standard, 5 à 10 ml de liquide synovial sont idéalement prélevés pour des analyses cytologique et bactériologique. Une aiguille jaune de 21 G permet de prélever du liquide rapidement. Une administration intra-articulaire d’antibiotiques (ceftiofur(1, 2), gentamicine(1), amikacine(3)) est effectuée immédiatement avant le retrait de l’aiguille.

Un premier prélèvement est effectué sur tube EDTA (acide éthylène diamine tétra-acétique) pour l’examen cytologique (évaluation de la morphologie cellulaire, différentiel leucocytaire et recherche de bactéries), le comptage cellulaire et la détermination du taux de protéines (photo 1). Pour le taux de protéines, un réfractomètre classique est utilisé. Le comptage cellulaire avec la méthode manuelle repose sur l’utilisation d’une cellule de Malassez.

Un second prélèvement de liquide synovial est réalisé pour l’examen bactériologique. Idéalement, un flacon d’hémoculture doit être employé pour potentialiser les chances d’enrichissement [2]. L’utilisation d’un tube sec n’est pas conseillée pour ce type de liquide, et, comme pour toute bactériologie sur liquide biologique, le tube EDTA est à proscrire (l’anticoagulant est bactériostatique).

Préparation de la dilution

→ Préparer un autre tube sec pour recevoir le liquide dilué.

→ Préparer une dilution à la micropipette à partir du tube EDTA au 1/20e, soit 19 pipetages dans le NaCl et 1 pipetage à partir du liquide synovial. Cette dilution est valable dans la majorité des cas. Il peut être nécessaire de diluer au 1/40e si le liquide est très trouble. La dilution du liquide permet d’éviter une surconcentration leucocytaire, rendant difficile le comptage cellulaire (photos 2a et 2b).

→ Bien homogénéiser le tube.

Certains dispositifs (par exemple, Unopette®) permettent de lyser les érythrocytes afin de faciliter la reconnaissance des leucocytes et leur comptage (surtout intéressant lors d’hémodilution importante du prélèvement).

Préparation de la cellule de Malassez

→ Préparer la cellule de Malassez en humidifiant ses deux bords latéraux afin de permettre l’adhérence de la lamelle (mettre une goutte du tube de NaCl sur son doigt et passer celui-ci sur les deux bords).

→ Poser la lamelle.

→ Remplir la chambre en déposant une goutte à la micropipette sur le bord de la lamelle.

→ Attendre 2 minutes.

Préparation du microscope

→ Ouvrir le diaphragme du microscope et remonter le condenseur au maximum (si réglable). L’observation est réalisée sans huile à immersion.

→ Repérer le lit de cellules et le quadrillage au grossissement × 4.

→ Choisir un carré de comptage au grossissement ×  10 (photo 3a).

→ Réaliser le comptage au grossissement × 40 (photo 3b).

Pour changer de carré de comptage, il est plus facile de repasser au grossissement × 10.

Comptage des leucocytes

→ Compter le nombre de leucocytes (grandes cellules granulaires) avec le compteur manuel en additionnant les quatre quadrillages des coins selon l’usage (figure 1).

→ Pour les leucocytes à cheval sur les bords du carré de comptage, il est usuel de compter ceux qui sont en haut et à gauche, mais pas ceux qui sont à droite et en bas (figure 2).

Calcul du résultat

Le résultat est calculé selon la formule suivante : nombre de cellules/mm3 = comptage × 25 × dilution (1 µl = 1 mm3).

Résultats

Un liquide articulaire normal est clair, jaune pâle, visqueux, et contient moins de 500 leucocytes/mm3 (ce qui correspond à moins de 0,5 × 109/l), moins de 10 % de neutrophiles et moins de 20 g/l de protéines.

Le liquide articulaire typique d’une arthrite septique est turbide, jaune à orangé, aqueux, et contient plus de 30 000 leucocytes/mm3 (ce qui correspond à moins de 30 × 109/l), plus de 80 % de neutrophiles et plus de 30 g/l de protéines [5].

Un liquide articulaire contenant plus de 50 000 leucocytes/mm3 (ce qui correspond à plus de 50 × 109/l), plus de 90 % de neutrophiles et plus de 40 g/l de protéines est pathognomonique d’une inflammation d’origine septique [4].

Il peut être aussi intéressant (notamment pour les cas douteux) de réaliser un examen cytologique complémentaire pour dénombrer la proportion des neutrophiles et déterminer leur aspect. Normalement, plus de 80 % de granulocytes neutrophiles sont présents dans un liquide synovial d’arthrite septique et leur aspect est dégénéré (photo 4) [3]. La présence de bactéries intracellulaires est spécifique d’une infection, mais n’est pas systématique. L’augmentation de granulocytes est très rapide et le taux maximal est atteint entre 12 et 24 heures après l’infection [6].

Conclusion

Le diagnostic de certitude d’une arthrite septique est obtenu avec l’analyse cytologique du liquide synovial. En l’absence de compteur automatisé, la méthode manuelle permet d’établir un diagnostic immédiat afin de mettre en place une thérapie agressive et précoce.

  • (1) Utilisation hors résumé des caractéristiques du produit (RCP).

  • (2) Antibiotique d’importance critique dont l’emploi est réglementé (décret n° 2016-317 du 16 mars 2016 modifié).

  • (3) Médicament humain.

  • 1. Bertone AL, Cohen J. Infectious arthritis and fungal infectious arthritis. In : Diagnosis and management of lameness in the horse. MW Ross and SJ Dyson, eds. Elsevier, St Louis. 2011:677-686.
  • 2. Dumoulin M et coll. Use of blood culture medium enrichment for synovial fluid culture in horses : a comparison of different culture methods. Equine Vet. J. 2010;42 (6):541-546.
  • 3. Mahaffey EA. Synovial fluid, in diagnostic cytology and hematology of the horse. RL Cowell and RD Tyler, eds. Mosby, St Louis, Missouri. 2007 :163-170.
  • 4. McIlwraith C. Synovial fluid analysis in the diagnosis equine joint disease. Equine Pract. 1986;2:44-48.
  • 5. Richardson DW, Ahern BJ. Synovial and osseous infections. In : Equine surgery. J Auer and JA Stick, eds. Elsevier, St Louis. 2012:1189-1200.
  • 6. Tulamo RM, Bramlage LR, Gabel AA. Sequential clinical and synovial fluid changes associated with acute infectious arthritis in the horse. Equine Vet. J. 1989;21 (5):325-331.

CONFLIT D’INTÉRÊTS : AUCUN

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