Focus sur quelques maladies et les progrès en matière de diagnostic

Quelles sont les nouveautés en matière de diagnostic des principales maladies infectieuses équines ? Les progrès de la connaissance génétique de ces pathogènes apportent-ils de précieux changements et des informations nouvelles pour le praticien ? La pratique quotidienne peut-elle changer dans les années à venir face à des suspicions ou à des foyers épidémiques, grâce à ces outils en constante évolution ?

Herpèsvirus

Neuf herpèsvirus équins ont été identifiés [⁵¹], mais le diagnostic d'une herpèsvirose chez le cheval ne peut se faire sur la seule base des signes cliniques et nécessite l'assistance du laboratoire. Ces dernières années, des progrès dans les connaissances et les applications diagnostiques ont montré que certaines souches de terrain peuvent se comporter différemment chez la jument, le poulain ou des adultes [⁵¹, ⁵⁸]. Les virus de types 1, 4, 2 et 5 [⁶, ³³] sont parfois présents très tôt dans un effectif naturel de poulains, mais les signes cliniques et les variations génétiques de ces agents pathogènes au cours du temps s'avèrent très différents selon les sous-types concernés [⁶]. Des tests Elisa spécifiques pour EHV1 ou EHV4 ont été proposés pour différencier le virus circulant dans les haras, alors que le test de fixation du complément présente un niveau élevé de réponses croisées entre les deux agents pathogènes [²]. Le diagnostic d'avortement se fait à partir du placenta et des organes fœtaux [⁵⁸].

De nombreux tests PCR ont été publiés [², ⁶⁶] et facilitent le diagnostic dans la plupart des cas. Cependant, toutes ces méthodes présentent les mêmes limites. Comme avec EHV1, tous les herpèsvirus semblent provoquer une infection latente qui persiste durant toute la vie de l'animal [⁶³]. La détection de l'ADN par une PCR conventionnelle ne permet pas de différencier un état latent d'une infection réelle.

Cependant, certaines études ont rapporté que les nœuds lymphatiques et trigéminés de porteurs latents peuvent être positifs par PCR alors que le sang est négatif. Certains résultats confirment l'hypothèse selon laquelle il existerait une différence significative entre les nombres de virus observés dans une infection en cours et dans un état de latence, et que celle-ci serait objectivée avec un outil de biologie moléculaire adapté. La latence peut être confirmée par la détection de transcrits spécifiques associés à cette dernière (LAT = latency associated transcripts) [⁹]. De nouvelles études permettraient de différencier les herpèsvirus équins de type 1 infectieux ou latents, en quantifiant leurs génomes par des méthodes de PCR en temps réel. La prochaine étape consisterait à valider ces outils moléculaires avec divers prélèvements biologiques.

Streptococcus equi (subs. sp. equi)

L'axe principal des travaux de recherche récents a été l'étude génétique et les conséquences du complexe protéique SzP, intervenant dans la réaction immune et la pathogénicité [⁷⁰]. Le diagnostic de cette maladie de distribution mondiale a connu une amélioration grâce au développement du dépistage sérologique avec un test Elisa spécifique des anticorps dirigés contre la protéine SeM de la bactérie qui permet d'évaluer le statut d'un cheval par rapport à l'infection [^{64 bis}]. La sérologie de la gourme n'est pas utile pour le diagnostic d'une maladie clinique ou d'un portage chronique. Elle peut cependant l'être dans la situation où un abcès interne à S. equi est suspecté sans qu'une culture puisse être effectuée. Elle peut également permettre de déterminer le danger de la vaccination, car il a été montré que vacciner des chevaux dont les titres sont très élevés entraîne un risque plus grand de développer un purpura hémorragique. En outre, une PCR spécifique différenciant la bactérie (Streptococcus equi subs. equi) des autres Streptococcus a permis d'améliorer le diagnostic, mais également de détecter les porteurs asymptomatiques, qui sont souvent les réservoirs de la maladie dans les écuries ou les haras [¹]. La PCR est considérée comme approximativement trois fois plus sensible que la culture [^{48 bis}]. Comme les vaccins commercialisés utilisent désormais des souches atténuées et délétées, ces nouveaux tests moléculaires peuvent maintenant être mis en œuvre pour reconnaître et différencier les souches vaccinales des souches sauvages.

La principale difficulté posée par cette maladie pour le clinicien et le biologiste est l'isolement du germe dans les formes atténuées ou le dépistage des porteurs dans les élevages [⁶⁴]. Certains protocoles d'écurie prévoient des dépistages successifs à partir du lavage des poches gutturales ou par ponction de ganglions.

Taylorella equigenitalis

La gourme et la métrite ont un point commun : la fragilité relative de la bactérie, notamment pendant le transport, et son association à la flore ambiante de l'échantillon. La biologie moléculaire pourrait apporter, dans le futur, des solutions fiables pour contourner ce problème. Quelques études rapportent de bons résultats, et démontrent que la PCR [⁷] pourrait être proposée aux autorités sanitaires pour le diagnostic ou la surveillance de cette maladie contagieuse [²⁵, ⁴³].

Leptospires

Chez le cheval, la séroprévalence vis-à-vis des leptospires est élevée (18,4 % en 2005, selon la communication personnelle du Pr G. André-Fontaine) du fait de son mode de vie.

Cette maladie demeure fréquemment suspectée en pratique courante dans les élevages, mais son diagnostic de certitude repose sur l'isolement de la bactérie dans le compartiment biologique adéquat en fonction du moment d'apparition des symptômes et de l'examen clinique (sang, urine, fœtus, conjonctive) ou sur la mise en évidence d'une séroconversion au test de micro-agglutination (MAT).

Les infections équines à leptospires semblent fréquentes [⁴⁰], et Leptospira est le plus souvent associée à des cas d'uvéite [²¹] et, plus rarement, lors d'avortements, de mortinatalité et de maladie néonatale [²³, ³⁹]. La plupart des études sont fondées sur un dépistage sérologique avec un test de micro-agglutination, mais sont rarement confirmées par culture à cause de son manque de sensibilité avec des échantillons de terrain. La PCR est de plus en plus utilisée pour le diagnostic de maladies infectieuses causées par ce type de micro-organismes. Les techniques de PCR ont été développées initialement pour détecter des isolats du genre Leptospira dans les échantillons cliniques en provenance d'animaux ou d'hommes. Puis des travaux ont été accomplis pour créer des amorces qui amplifient spécifiquement des séquences d'ADN de Leptospira pathogènes. Plus récemment, le gène hap1 a été proposé comme cible pour la PCR, afin de différencier les Leptospira pathogènes et saprophytes [¹¹, ³⁹]. Les méthodes Elisa actuelles ne sont pas assez sensibles pour être utilisées comme un test officiel ou comme des outils de contrôle en raison du manque de connaissances sur la pathogénicité des leptospires et le rôle spécifique des anticorps. Des travaux sont en cours, à l'image de ce qui se fait avec les protéines de virulence de Rhodococcus equi, à des fins diagnostiques de terrain.

Rhodococcus equi

Les méthodes sérologiques ont été améliorées grâce aux connaissances acquises par certaines équipes [³⁰, ⁵³]. Le principe des tests Elisa est justifié surtout par la détection des anticorps dirigés contre les protéines de virulence de la bactérie. Ce complexe protéique, particulièrement bien étudié [⁶¹], représente le principal mécanisme de virulence de la bactérie et exprime le pouvoir pathogène pour le poulain. Il semble donc judicieux, pour un test de routine précoce, d'évaluer la réponse immune spécifique dirigée contre ce complexe. Cinq souches virulentes ont déjà été identifiées en Normandie [⁶²]. Des travaux ont montré qu'aucun test sérologique disponible actuellement ne permet, seul, de distinguer des poulains atteints cliniquement de ceux du même élevage qui ne développent pas d'atteinte respiratoire [³⁰].

En théorie, ce type d'examen devrait détecter une réponse sept à dix jours après l'apparition des premiers signes cliniques. Il s'agit d'un test de confirmation pour le praticien. Il peut également être utilisé pour le screening d'une population équine afin d'évaluer l'étendue d'une infection dans un groupe de poulains, ou de vérifier leur statut immunitaire ou le niveau d'exposition global du haras. En cas de suspicion clinique, ce test est toujours associé à une numération sanguine et à un titrage du fibrinogène ou de l'amyloïde A sérique. Une analyse sérologique positive doit faire l'objet d'un commentaire du laboratoire (c'est ce qui est proposé pour les sérologies vis-à-vis de Streptococcus equi, par exemple) et ne signifie pas dans tous les cas que le poulain est malade. Le fait qu'il ait été exposé à cette bactérie ou qu'il possède des anticorps sériques d'origine maternelle transmis par le colostrum doit être envisagé et replacé dans un contexte clinique indispensable.

La recherche directe par culture du pathogène dans le tractus respiratoire n'est pas toujours facile [⁶¹]. La PCR est devenue souvent le recours principal parce qu'elle permet également de détecter la présence de plasmides virulents dans les colonies de bactéries isolées. Le principal intérêt de la culture bactérienne réside dans le diagnostic de certitude et la possibilité de pratiquer un antibiogramme. En France, 2 % des souches de terrain provenant du sol ou de cas cliniques sont résistantes à l'érythromycine [²⁶].

Sur le plan prophylactique, des progrès récents ont été faits dans le domaine des “candidats vaccins” à utiliser dans un avenir proche afin d'améliorer l'efficacité colostrale des mères en fin de gestation ou la vaccination des poulains [¹⁴].

Dans l'attente de la disponibilité de ces produits à l'échelle industrielle, les autovaccins employés sur le terrain depuis vingt ans avec des souches virulentes (plasmide positives) semblent donner de bons résultats en termes de mortalité (communication personnelle), même si aucune étude documentée n'existe. En aucun cas, néanmoins, ils ne peuvent se substituer aux mesures essentielles de prophylaxie sanitaires [⁶¹].

Virus West Nile (WN)

La fièvre West Nile (WN) est une flavivirose transmise par un moustique dans le cycle naturel entre oiseaux et moustiques, en particulier par l'espèce de moustiques Culex. Chez l'homme, l'infection West Nile entraîne une atteinte asymptomatique ou fébrile modérée ; cependant, des cas d'encéphalite sont décrits, dont l'issue est parfois fatale, en particulier chez les patients âgés. Le virus West Nile provoque également une maladie chez l'animal, en particulier chez les chevaux et les oiseaux [¹³, ¹⁹, ⁴⁴].

Depuis sa découverte en 1937 (cas humain), des cas sporadiques et des épidémies majeures de fièvre West Nile ont été décrits dans de très nombreux pays, et cette maladie est devenue récemment un problème majeur de santé publique vétérinaire.

Une infection à virus WN peut être confirmée directement en identifiant le virus ou indirectement en recherchant les anticorps dans les spécimens cliniques, comme les tissus post-mortem, le liquide cérébro-spinal, le sang total ou le sérum. Aux États-Unis, le diagnostic de maladie West Nile est effectué avec un test Elisa de capture positif pour les IgM, avec un seuil de positivité correspondant à un titre supérieur ou égal à 1/400^e (référence du manuel de l'Office international des épizooties). Les titres en IgG ne sont pas très utiles dans la phase aiguë de la maladie, en outre, leur interprétation est délicate (infection ancienne, vaccination dans certains pays).

La courte durée et le faible niveau de la virémie chez les chevaux limitent classiquement la détection du virus WN sur le terrain. Ainsi, un test négatif ne prouve pas l'absence du virus WN.

Un isolement viral peut être tenté à partir du liquide cérébrospinal, du sang ou des tissus [³⁴, ⁴⁹] par PCR (l'Afssa Lerpaz, à Maisons-Alfort, est le laboratoire français de référence).

En France, le statut sanitaire de cette maladie a rendu sa déclaration obligatoire et sa surveillance s'en est trouvée accrue depuis quelques années.

Virus Influenza (grippe équine)

L'Influenza A est une infection respiratoire très répandue chez les chevaux et un diagnostic rapide est important pour son contrôle [²⁴, ⁵⁴, ⁶⁷]. Les kits “in-clinic” (test de détection rapide de l'antigène majeur des virus Influenza A) sont sensibles et peuvent être utilisés de façon fiable sur le terrain. Ils présentent des défauts de sensibilité dès que les chevaux arrivent en fin d'expression clinique, ce qui est parfois le moment où sont appelés les vétérinaires cliniciens [⁵⁴].

Il convient donc de réserver ces tests exclusivement aux chevaux en hyperthermie, en phase très précoce de la maladie.

Une méthode de détection sensible du virus Influenza nécessite actuellement une culture virale à partir d'écouvillons nasopharyngés profonds lors de la phase aiguë de la maladie, ce qui n'est pas toujours possible. La réaction de polymérisation en chaîne (PCR) a été utilisée pour détecter l'ADN produit par transcription inverse d'Influenza équin (virus à ARN nécessitant une transcription en ADN avant détection) dans les sécrétions nasales, les vaccins et les liquides allantoïdiens [²⁴].

Des examens de diagnostic moléculaire qui permettent une détection appropriée et fiable de l'Influenza sont déjà réalisés dans de nombreux laboratoires. L'association d'une purification automatisée des acides nucléiques avec une PCR en temps réel doit permettre une identification plus rapide des pathogènes viraux, tels que les virus Influenza, dans les échantillons cliniques. Le développement récent de puces à ADN pour identifier soit des cibles géniques multiples d'un seul pathogène, soit de multiples pathogènes dans un seul échantillon a transformé les modalités de diagnostic de l'Influenza. Bien que les méthodes moléculaires ne remplacent pas la culture cellulaire pour fournir des isolats viraux aux fins de caractérisation antigénique [⁴²], elles restent d'une valeur inestimable pour nous aider à comprendre l'épidémiologie des virus Influenza et suivre l'évolution des souches qui circulent dans le monde.

Les souches présentes dans les vaccins disponibles en France ont évolué depuis cinq ans, notamment grâce aux travaux menés par le Réseau d'épidémiosurveillance des pathologies équines (Respe), avec l'isolement systématique des souches et leur caractérisation génétique.

Virus de l'artérite virale équine (AVE)

Cette maladie ubiquitaire et parfois grave est recherchée régulièrement dans certaines races de chevaux aussi bien pour la monte naturelle, dans la semence (insémination artificielle) qu'en cas de signes cliniques évocateurs (hyperthermie, papules cutanées, gonflement d'un membre, etc.). Les réservoirs épidémiologiques du virus, qui peuvent être des excréteurs sains après un contact contaminant, sont soumis à un dépistage sérologique utilisant, en particulier, la méthode officielle du test de séroneutralisation [⁶⁵].

En France, la surveillance faite sur les avortements n'a pas permis d'identifier de maladie épidémique, comme cela a été décrit récemment aux États-Unis, mais seulement quelques cas sporadiques avec des souches qualifiées de “faiblement pathogènes”, au regard de leurs caractéristiques génomiques en comparaison avec les souches pathogènes de référence [⁵⁶].

Un essai récent a montré que la vaccination à répétition des chevaux contre la rhinopneumonie avec certains types de vaccins induit un effet cytotoxique sur les sérums, préjudiciable au test de séroneutralisation [⁴⁷]. Un atelier de travail s'est tenu en octobre 2004 dans le Kentucky pour établir un rapport sur les améliorations nécessaires en sérologie (méthode Elisa par exemple) et sur la situation épidémiologique mondiale. Le génome de ce petit virus à ARN étant bien connu [³], les méthodes d'amplification génique permettent actuellement de séquencer des souches isolées régulièrement sur le terrain (formes respiratoire, génitale, abortive) et, ainsi, de prévenir l'apparition éventuelle de souches sauvages qui pourraient présenter les mêmes caractéristiques de virulence que les souches historiques “Bucyrus”, responsables de graves épidémies d'avortements aux États-Unis [⁶⁵]. Ainsi, de nombreux pays ont mis en place des réseaux de surveillance en partenariat avec des laboratoires spécialisés.

Le problème économique majeur posé par cette maladie demeure l'avenir compromis des étalons excréteurs du virus dans certaines races, même si quelques travaux prometteurs semblent montrer que l'élimination du virus dans le sperme de ces derniers est parfois possible par castration chimique réversible [¹², ²⁷].

Rappelons, enfin, que cette maladie est désormais à déclaration obligatoire en France.

Les méthodes de dépistage des agents infectieux se sont considérablement améliorées depuis l'avènement des techniques d'amplification génique dans les laboratoires spécialisés.

Cette augmentation de la sensibilité, comparée aux traditionnelles mises en culture bactériennes ou virales, a permis de combler le “vide diagnostique” lié aux conditions d'exercice du terrain très différentes du milieu hospitalier, où le laboratoire est au chevet du malade. C'est notamment de ces progrès que sont nées des maladies émergentes équines (mieux diagnostiquées parfois !), comme celle de West Nile, la néosporose, les encéphalites à protozoaires…

À côté de ces découvertes scientifiques, de nombreuses affections anciennes ont vu aussi leur diagnostic s'affiner et leur épidémiologie se préciser grâce aux outils modernes de la biologie clinique. Citons, pour mémoire, la gourme, la rhodococcose, la rhinopneumonie, les clostridioses à C. difficile, la maladie de Lyme ou l'anaplasmose.

Cette recherche de la sensibilité de détection n'est pas sans parfois s'accompagner d'interrogations nouvelles. Ce virus ou cette bactérie présents dans le prélèvement sont-ils responsables des signes cliniques observés ? Cette sérologie positive signifie-t-elle que le contact immun date de peu de temps ou est-ce le résultat d'une vaccination récente ?

Quel clinicien ne s'est pas posé ces questions ?

Nul doute que les progrès attendus de la vaccination permettront d'orienter les recherches dans la mise au point d'outils de diagnostic discriminants entre une réaction immune vaccinale et une exposition naturelle. Ces derniers existent déjà en virologie bovine, avec le virus IBR délété d'un de ses fragments génétiques et des méthodes sérologiques (Elisa) spécifiques du fragment en question et présent seulement sur les virus sauvages. C'est peut-être de l'amélioration des connaissances des génomes des agents pathogènes et, surtout, de leurs mécanismes de virulence que viendra une nouvelle avancée diagnostique pour les maladies équines. En effet, comme cela a été le cas avec Streptococcus equi ces dernières années, des protéines clés de la virulence ont découlé les tests sérologiques, les tests PCR spécifiques et la vaccination. Souhaitons que, pour d'autres agents pathogènes aux génomes plus complexes, il en soit de même dans l'avenir. Cliniciens, biologistes, chercheurs et industriels ont encore de belles années de travail devant eux.

Références

• 1. Alber J, El-Sayed A, Lammler C, Hassan AA, Weiss R, and Zschock M. Multiplex polymerase chain reaction for identification and differentiation of Streptococcus equi subsp. zooepidemicus and Streptococcus equi subsp. equi. J. Vet. Med. B. Infect. Dis. Vet. Public Health. 2004 ; 51(10) : 455-8.
• 2. Allen GP. Respiratory infections by Herpesvirus types 1 and 4., in : Lekeux P. (Ed.) Equine respiratory Disease. International Veterinary Information Service (www.ivis.org). 2002.
• 3. Balasuriya UB, Hedges JF, Smalley VL, Navarrette A, McCollum WH, Timoney J, Snijder EJ, and Maclachlan NJ. Genetic characterization of equine arteritis virus during persistent infection of stallions. J. Gen. Virol. 2004 ; 85(2) : 379-390.
• 4. Baverud V, Kranklin A, Gunnarson A et coll. Clostridium difficile associated with acute colitis in mares when their foals are treated with erythromycin and rifampicin for Rhodococcus equi pneimonia. Equine Vet. J. 1998 ; 30 : 482-488.
• 5. Beech J. Tracheobronchial aspirates, in Equine Respiratory Disorders. Lea & Febiger, Philadelphia. 1991 ; 3 : 41-53.
• 6. Bell SA, Balasurya UB, Gardner IA, Barry PA, Wilson DW, Ferraro GL, Mc Lachlan NJ. Temporal detection of equine herpesvirus infections of a cohort of mazres and their foals. Vet. Microbiol. 2006 ; 116(4) : 249-57.
• 7. Bleumink-Pluym NM, Werdler ME, Houwers DJ, Parlevliet JM, Colenbrander B, Van der Zeijst BA. Development and evaluation of PCR test for detection of Taylorella equigenitalis. J. Clin. Microbiol. 1994 ; 32(4) : 893-896.
• 8. Boittin N. Répartition et sensibilité aux antibiotiques des principales espèces bactériennes pathogènes isolées chez le cheval. Situation en France en 2003 et 2004. Thèse de doctorat vétérinaire, École nationale vétérinaire de Nantes. 2005.
• 9. Borchers K, Wolfinger U, Ludwig H. Latency-associated transcripts of equine herpesvirus type 4 in trigeminal ganglia of naturally infected horses. J. Gen. Virol. 1999 ; 80(Pt 8) : 2165-2171
• 10. Borchers K, Wolfing U, Ludwig H et coll. Virological and molecular biological investigations into equine herpes virus type 2 (EHV-2) experimental infections Virus Res. 1998 ; 55 : 101-112.
• 11. Branger, C, Blanchard B, Fillonneau C, Suard I, Aviat F, Chevallier B, Andre-Fontaine G. Polymerase chain reaction assay specific for pathogenic Leptospira based on the gene hap1 encoding the hemolysis-associated protein-1. FEMS Microbiol. Lett. 2005 ; 243,437-445.
• 12. Burger D, Janett F, Vidament M, Stump R, Fortier G, Imboden I, Thun R. Immunization against GnRH in adult stallions : effects on semen characteristics, behaviour and shedding of equine arteritis virus. Animal Reproduction Science. 2006 ; 94 : 107-111.
• 13. Castillo-Olivares J, Wood J. West Nile Virus infection of horses. Vet. Res. 2004 ; 35 : 467-483.
• 14. Cauchard J, Taouji S, Sevin C, Duquesne F, Bernabe M, Laugier C, Ballet Jj. Immunogenicity of synthetic Rhodococcus equi virulence-associated protein peptides in neonate foals. Int. J. Med. Microbiol. 2006 ; 296(6) : 389-396.
• 15. Christley RM, Rose RJ, Hodgson DR et coll. Attitudes of Australian veterinarians about the cause and treatment of lower respiratory tract disease in racehorses. Prev. Vet. Med. 2000 ; 46(3) : 149-159.
• 16. Couétil L, Hinchcliff KW. Non infectious diseases of the lower respiratory tract. In : Equine Sports Medicine and surgery, KW Hinchcliff, AJ Kaneps and RJ Geor edschap. 2005 ; 29 : 614-656.
• 16bis. Couroucé-Malblanc A, Pronost S, Fortier G et coll. Physiological measurements and upper and lower respiratory tract evaluation in French Standardbred trotters during a standardised exercise test on the treadmill. Equine Vet. J. 2002 ; suppl. (34) : 402-407
• 17. Cullinane AA. Viral respiratory disease. In : Robinson NE. Current therapy in equine medicine 4. WB Saunders Company, Philadelphia. 1997 : 443-448.
• 18. Dabareiner RM. Peritonitis. In : Current Therapy in Equine Medicine. 4^th. Ed. N. Edward Robinson. 1997 : 207-211.
• 19. Dauphin G. Zientara S, Zeller H, Murgue B. West Nile : worldwide current situation in animals and humans. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Diseases. 2004 ; 27(5) : 343-355.
• 20. Del Piero F. Equine viral arteritis, Vet. Pathol. 2000 ; 37(4) : 287-96.
• 21. Desbrosse Am, Pronost S. Comment diagnostiquer les uvéites leptospirosiques chez le cheval ? Le Nouveau Prat. Vét. 2006 ; août : 17-21.
• 22. Dixon PM, Railton DI, and McGorum BC. Equine pulmonary disease - a case control study of 300 referred cases. Part 1. Examination techniques, diagnostic criteria and diagnoses. Equine Vet. J. 1995 ; 27(6) : 428-435.
• 23. Donahue JM, Smith BJ, Poonacha KB, Donahue JD. And Rigsby CL. Prevalence and serovars of leptospira involved in equine abortions in central Kentucky during the 1991-1993 foaling seasons. J. Vet. Diagn. Invest. 1995 ; 7(1) : 87-91.
• 24. Donofrio JC, Coonrod JD, Chambers TM. Diagnosis of equine influenza by the polymerase chain reaction. J. Vet. Diagn. Invest. 1994 ; 6(1) : 39-43.
• 25. Duquesne F, Pronost S. Laugier C, Petry S. Identification of Taylorella equigenitalis responsible for contagious equine metritis in equine genital swabs by direct polymerase chain reaction. Res. Vet. Sci. 2006 : in press.
• 26. Fines M, Pronost S, Maillard K, Taouji S, Leclercq R. Characterization of mutations in the rpoB gene associated with rifampin resistance in Rhodococcus equi isolated from foals. J. Clin. Microbiol. 2001 ; 39(8) : 2784-2787.
• 27. Fortier G, Vidament M, Decraene F, Ferry B, Daels PF. The effect of GnRH antagonist on testosterone secretion, spermatogenesis and viral excretion in EAV-Virus excreting stallions. Theriogenonology. 2002 ; 58 : 425-427
• 28. Gerst S, Borchers K, Gower SM, Smith KC. Detection of EHV-1 and EHV-4 in placental sections of naturally occurring EHV-1 and EHV-4 related abortions in the UK : use of the placenta in diagnosis. Equine Vet. J. 2003 ; 35 : 430-433.
• 29. Giguere S, Prescott JF. Equine Immunity to Bacteria. Vet. Clin. North Am. Equine Pract. 2000 ; 16(1) : 29-47.
• 30. Giguere S, Hernandez J, Gaskin J, Prescott, Takai S, Miller C. Performance of five serological assays for diagnosis of Rhodococcus equi pneumonia in foals. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 2003 ; 10(2) : 241-245.
• 30 Bis. Giles RC, Donahue JM, Hong CB, Tuttle PA, Petrites-Murphy MB, Poonacha KB et coll. Cause of abortion, stillbirth and perinatal death in horses : 3527 cases from 1986 to 1991. J. Am. Vet. Med. Assoc. 1993 ; 203(8) : 1170-1175.
• 31. Henning K, Sachse K, Sting R. Demonstration of Chlamydia from an equine abortion. Dtsch.Tierarztl. Wochenschr. 2000 ; 107(2) : 49-52.
• 32. Hodgson J, Hodgson DR. Tracheal aspirate : Indications, technique and interpretation. In : Current Therapy in Equine Medicine. 5^th. Ed. N. Edward Robinson. 2003 ; chap.8(1) : 401-406.
• 32 bis. Holland RE, Schmidt A, Sriranganathan N, Grimes SD, Wilson RA, Brown CM, Walker RD. Vet. Microbiol. Characterization of Escherichia coli isolated from foals. 1996 ; 48 : 243-255.
• 33. Holloway SA, Lindquester GJ, Studdert MJ, Drummer HE. Identification, sequence analysis and characterisation of equine herpesvirus 5 glycoprotein B. Arch. Virol. 1999 ; 144(2) : 287-307.
• 34. Johnson DJ, Ostlund EN, Pedersen DD, Schmitt BJ. Detection of North American West Nile virus in animal tissue by a reverse transcription-nested polymerase chain reaction assay. Emerg. Infect. Dis. 2001 : 7739-741.
• 35. Kershaw O, Oppen T, Glitz F et Coll. Detection of equine herpes virus type 2 (EHV-2) in horses with keratoconjonctivitis. Virus Res. 2001 ; 80 : 93-97.
• 36. Knottenbelt DC, Holdstock N, Madigan E. Septic arthritis. In : Equine neonatology. WB Sauders. 2004 : 316-319.
• 37. Lavoie JP, Drolet R. Lawsonia intracellularis proliferative enteropathy. In : Robinson NE (ed) Current therapy. 2003.
• 38. Lemee L, Dhalluin A, Testelin S, Mattrat MA, Maillard K, Lemeland JF, Pons JL. Multiplex PCR targeting tpi (triosephosphate isomerase), tcdA (toxin A) and tcdB (toxin B) genes for toxigenic culture of Clostridium difficile. J. Clin. Microbiol. 2004 ; 42(12) : 5710-5714.
• 39. Léon A, Pronost S, Tapprest J, Foucher N, Blanchard B, André-Fontaine G, Laugier C, Fortier, G, Leclercq R. Identification of pathogenic Leptospira strains in tissues of a premature foal by use of polymerase chain reaction analysis. J. Vet. Diagn. Invest. 2006 ; 18(2) : 218-221.
• 39 bis. Lester GD. Foal diarrhe. In : Current Therapy in Equine Medicine. 5^th Ed. N. Edward Robinson. 2003 : 677-680
• 40. Levett PN. Leptospirosis. Clin. Microbiol. Rev. 2001 ; 14 : 296-326.
• 41. Long MT. Mechanisms of infectious disease. In : Equine Internal Medicine. 2^nd ed. Saunders. 2004 : 59-74.
• 42. Manuguerra JC, Zientara S, Sailleau C, Rousseaux C, Gicquel B, Rijks I, Van Der Werf S. Evidence for evolutionary stasis and genetic drift by genetic analysis of two equine influenza H3 viruses isolated in France. Vet. Microbiol. 2000 ; 74(1-2) : 59-70.
• 43. Matsuda M, Moore JE. Recent advances in molecular epidemiology and detection of Taylorella equigenitalis associated with contagious equine metritis (CEM). Vet Microbiol. 2003 ; 97(1-2) : 111-22.
• 44. Murgue B, Murri S, Zientara S, Durand B, Durand J, Zeller H. West Nile in France in 2000 : the return 38 years later. Emerging infectious diseases. 2001 ; 7(4) : 692-696.
• 45. Murray MJ, Eichorn ES, Dubovi EJ. et coll. Equine herpes virus type 2 : prevalence and seroepidemiology in foals. Equine Vet. J. 1996 ; 8 : 432.
• 46. Murray MJ. Diagnostic procedures for evaluation of the gastrointestinal tract. In : Current Therapy in Equine Medicine. 4^th Ed. N. Edward Robinson.1997 : 165-169.
• 47. Newton JR, Geraghty RJ, Castillo-Olivares J, Cardwell JM, Mumford JA. Evidence that use of an inactivated equine herpesvirus vaccine induces serum cytotoxicity affecting the equine arteritis virus neutralisation test. Vaccine. 2004 ; 22(29-30) : 4117-4123
• 48. Newton JR, Wood JLN, Hinchcliff KW. Bacterial infection of the respiratory tract of athletic horses. In ; Equine sports medicine and surgery. 2005 ; 31 : 675-696.
• 48 bis. Newton JR, Verheyen K, Talbot NC et Coll. Control of strangles outbreaks by isolation of guttural pouch carriers identified using PCR and culture of Streptococcus equi. Equine Vet. J. 2000 ; 32 : 515-526.
• 49. Ostlund EN, Crom RL Pedersen DD, Johnson DJ, Williams WO, Schmitt BJ. Equine West Nile encephalitis, United States. Emerg. Infect. Dis. 2001 : 7665-7669.
• 50. Paradise MR. Neonatal septicaemia. In : Robinson NE (ed) Current therapy in equine medicine. 5^th ed. WB Sauders, Philadelphia, USA. 2003 : 656-662.
• 51. Patel JR, Heldens J. Equine herpesviruses 1 (EHV-1) and 4 (EHV-4)-epidemiology, disease and immunoprophylaxis : a brief review. Vet J. 2005 ; 170(1) : 14-23.
• 52. Pitel PH, Romand S, Pronost S, Foucher N, Gargala G, Maillard K, Thulliez P, Collobert-Laugier C, Tainturier D, Fortier G, Ballet JJ. Investigation of Neospora sp. antibodies in aborted mares and N. caninum DNA in aborted equine fetuses from Normandy, France. Vet. Parasitol. 2003 ; 118(1-2, 1-6).
• 53. Prescot TJF, Fernandez AS, Nicholson VM, Patterson MC, Yager JA, Viel L, Perkins G. Use of a virulence-associated protein based enzyme-linked immunosorbent assay for Rhodococcus equi serology in horses. Equine Vet. J. 1996 ; 28(5) : 344-349.
• 54. Quinlivan M, Dempsey E, Ryan F, Arkins S, Cullinane A. Real-time reverse transcription PCR for detection and quantitative analysis of equine influenza virus. J. Clin. Microbiol. 2005 ; 43(10) : 5055-5057.
• 55. Ross MW, Dyson SJ. Diagnosis and management of lameness in the horse. WB Saunders, London. 2003 : 1090-1094.
• 56. Sailleau C, Gicquel B, Fortier G, Fortier C, Pronost S, Pitel Ph, Zientara S. Caractérisation génétique de 18 souches de virus de l'artérite virale des équidés (EAV) isolées en France à partir de sperme d'étalons excréteurs. In : Proceeding 29^e Journée de recherche équine, Paris. 2003.
• 57. Schmitt B. Diagnostic tools for animal diseases, Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 2005 ; 24(1) : 243-250.
• 58. Smith, KC, Whitwell KE, Blunden AS, Bestbier ME, Scase TJ, Geraghty RJ, Nugent J, Davis-Poynter NJ, Cardwell JM. Equine herpesvirus-1 abortion : atypical cases with lesions largely or wholly restricted to the placenta. Equine Vet. J. 2004 ; 36 : 79-82.
• 58 bis. Smith KC, Blunden AS, Whitwell KE, Dunn KA, Wales AD. A survey of equine abortion, stillbirth and neonatal death in the UK from 1988 to 1997. Equine Vet. J. 2003 ; 35(5) : 496-501.
• 59. Sweeney CR, Timoney JF, Newton JR, Hines MT. Streptococcus equi infections in horses : guidelines for treatment, control, and prevention of strangles. J. Vet. Intern. Med. 2005 ; 19(1) : 123-34.
• 60. Sweney CR, Beech J, Kate AW. Bacterial isolates from tracheobronchial aspirates of healthy horses. Am. J. Vet. Res. 1985 ;(46)12 : 2562-2565.
• 61. Takai S. Epidemiology of Rhodococcus equi infections : a review. Vet. Microbiol. 1997 ; 56(3-4) : 167-76.
• 62. Takai S, Shoda M, Sasaki Y, Tsubaki S, Fortier G, Pronost S, Rahal K, Becu T, Begg A, Browning G, Nicholson VM, Prescott JF. Restriction fragment length polymorphisms of virulence plasmids in Rhodococcus equi. J. Clin. Microbiol. 1999 ; 37(10) : 3417-3420.
• 63. Taouji S, Collobert C, Gicquel B, Sailleau C, Brisseau N, Moussu C, Breuil MF, Pronost S, Borchers K, Zientara S. Detection and isolation of equine herpesviruses 1 and 4 from horses in Normandy : an autopsy study of Tissue distribution in relation to vaccination status. J. Vet. Med. B. Infect. Dis. Vet. Public Health. 2002 ; 49(8) : 394-399.
• 64. Timoney JF. The pathogenic equine streptococci. Vet. Res. 2004 ; 35(4) : 397-409.
• 64 bis. Timoney JF, Artiushin SC, Boschwitz JS. Comparison of the sequences and functions of Steptococcus equi M-Like proteins SeM and SzPSe. Infect Immun. 1997 ; 65 : 3600-3605
• 65. Timoney PJ, McCollum WH. Equine viral arteritis. Vet. Clin. North Am. Equine Pract. 1993 ; 9(2) : 295-309.
• 66. Van Maanen C. Equine herpesvirus 1 and 4 infections : an update. Vet. Q. 2002 ; 24 : 58-78.
• 67. Van Maanen C, Cullinane A. Equine influenza virus infections : an update. Vet Q. 2002 ; 24(2) : 79-94.
• 68. Viel L. Lower airway inflammation in young performance horses. In : Robinson NE. Current therapy in equine medicine 4. WB Saunders Company, Philadelphia.1990 : 426-428.
• 69. Vrins A, Leguillette R, Lanevschi A. Examens diagnostiques du tractus digestif lors de colique. Dans proceeding des journées de l'AVEF, Toulouse. 1998 : 67-80.
• 70. Walker JA, Timoney JF. Molecular basis of variation in protective SzP proteins os Streptococcus zooepidemicus. Am. J. Vet. Res. 1998 ; 59 : 1129-1133.
• 71. Wood JLN. Newton JR, Chanter N, Mumford JA. Association between respiratory disease and bacterial and viral infections in British racehorses. J. Clin. Microbiol. 2005 ; 43 ; 120-126.