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Auteur(s) : K. PORTIER*, G. FORTIER**, C. RIFFAULT***, R. PERRIN****
Fonctions :
*Clinique vétérinaire, 18 rue des Champs, La Brosse,
78420 SAINT-LAMBERT-DES-BOIS
**Clinique vétérinaire, 18 rue des Champs, La Brosse,
78420 SAINT-LAMBERT-DES-BOIS
***Laboratoire Départemental Franck Duncombe, 1 route de Rosel, 14053 CAEN
****Clinique vétérinaire, 18 rue des Champs, La Brosse,
78420 SAINT-LAMBERT-DES-BOIS
Un poney haflinger femelle âgé de quatre ans est présenté à la consultation pour une hyperthermie et un gros jarret.
Habituellement au pré, l’animal a été rentré la veille de l’appel en raison d’une boiterie marquée, d’un jarret enflé et d’une hyperthermie de 40 °C. Le poney a alors reçu dans la soirée une association de trichlorméthiazide (0,2 g) et de dexaméthasone (0,005 g) par voie orale ; un antiphlogistique a été appliqué sur le jarret, mais aucune amélioration n’a été observée.
Deux jours avant cet incident, une boiterie modérée d’un antérieur avait été constatée et traitée par des massages au Synthol®(1).
L’examen clinique révèle une hyperthermie (39,7 °C), une fréquence cardiaque anormalement élevée (60 battements par minute) accompagnée d’un souffle systolique bilatéral. Les muqueuses sont subictériques.
Une boiterie du membre postérieur gauche degrade4estprésente (le membre est posé en pince au repos). Le jarret postérieur gauche est chaud et une distension des synoviales articulaires est observée.
Aucune plaie n’est détectée. Les articulations des boulets présentent des molettes articulaires, surtout le boulet postérieur gauche ; les autres articulations sont normales. La flexion passive du jarret est toutefois sensible.
La palpation-pression du membre postérieur gauche en partie distale (sous le jarret) est normale.
Le test à la pince des pieds postérieurs est négatif, le poney est vif et l’appétit est conservé malgré l’hyperthermie.
Les hypothèses diagnostiques incluent alors : l’arthrite septique, la lymphangite, un traumatisme (entorse du jarret, fracture), la piroplasmose, la leptospirose et la maladie de Lyme.
Des clichés radiographiques du jarret (latéromédial, dorsopalmaire et latéroplantaire/médiodorsale à 30°) et du boulet postérieur gauche sont réalisés. Aucune lésion osseuse majeure n’est visible.
L’échographie de l’articulation met en évidence une distension de la synoviale et la présence de fibrine (photo ).
Un prélèvement de synovie est réalisé au niveau du récessus dorsal de la synoviale articulaire crurotarsienne. Après centrifugation, le liquide est clair, sa viscosité est moyenne et permet d’exclure a priori la suspicion d’arthrite septique. Un échantillon est néanmoins envoyé au laboratoire pour des analyses cytologique et bactériologique.
Une prise de sang est réalisée pour établir un bilan hématologique et biochimique et effectuer les sérologies pour rechercher une babésiose et une borréliose ( tableau ).
Dans l’attente des résultats de laboratoire, un traitement antibiotique est mis en place par l’administration de benzylpénicilline à raison de 6 000 000 UI par voie intramusculaire stricte une fois par jour et de sulfate de gentamicine à la dose de 2 g par voie intraveineuse une fois par jour. De la dipyrone (10 g par voie intraveineuse) est administrée lorsque la température rectale est supérieure à 39 °C.
Le membre postérieur gauche est tondu et placé sous un pansement imbibé de polyvidone iodée.
Le poney est laissé à la garde des propriétaires, qui ont reçu des consignes de surveillance, en particulier pour les signes de colique, de fourbure, d’anorexie, etc.
En absence d’évolution dans les deux jours suivants et compte tenu de la suspicion d’inflammation non septique à caractère supposé immun, un traitement à base de corticoïde est prescrit. Le poney reçoit alors, outre le traitement précédent, une association de trichlorméthiazide (0,2 g) et de dexaméthasone (0,005 g) par voie orale, à dose dégressive.
Lors de l’examen de contrôle réalisé cinq jours après la première visite, la tachycardie et le souffle cardiaque sont encore audibles, mais la température rectale a chuté (37,9 °C) et les muqueuses sont de couleur normale. La distension articulaire du jarret gauche a diminué, les flexions passives sont correctes et la boiterie du postérieur gauche est de grade 1.
Les nœuds lymphatiques rétropharyngiens sont hypertrophiés et sensibles à la palpation.
Compte tenu de l’évolution satisfaisante, un traitement antibiotique est maintenu : benzylpénicilline 3 000 000 UI par voie intramusculaire stricte deux fois par jour pendant huit jours, sulfadiméthoxine sodique (10 mg/kg), triméthoprime (2 mg/kg). Le traitement corticoïde à doses filées est poursuivi (4 mg de dexaméthasone toutes les 48 heures pendant six semaines).
Un exercice limité est conseillé : le poney est installé au box et marché en main.
Une prise de sang de contrôle est réalisée pour un bilan et une sérologie pour la grippe et la rhinopneumonie en raison de l’adénite (tableau ).
Un troisième examen est réalisé dix jours après le second, car le poney présente à nouveau des pics ponctuels de température (figure ). L’hyperthermie disparaît suite à une administration de dipyrone (10 g par voie intraveineuse).
L’examen s’est normalisé pour l’ensemble des signes cliniques (tachycardie, adénopathie, boiterie, distension du jarret et du boulet), à l’exception du souffle systolique et des pics intermittents d’hyperthermie (38 °C le jour de l’examen, 40 °C la veille). Le traitement précédent est poursuivi, hormis la pénicilline.
Une prise de sang de contrôle est réalisée pour évaluer la numération et la formule sanguines, ainsi que le taux de fibrinogène (tableau ).
Les trois prises de sang réalisées présentent une forte leucocytose accompagnée d’une neutrophilie et d’un taux de fibrinogène élevé. L’évolution est favorable sur le dernier prélèvement : les taux de leucocytes et de fibrinogène ont diminué.
Le liquide synovial présente un aspect macroscopique orangé trouble, de viscosité moyenne. Son analyse biochimique et cytologique révèle de nombreuses hématies : l’ensemble indique un liquide mécanique compatible avec une arthropathie post-hémarthrosique. La bactériologie est négative et le taux de neutrophiles est normal, ce qui confirme l’exclusion de l’arthrite septique des hypothèses diagnostiques.
La sérologie leptospirose (micro-agglutination) est négative pour tous les sérovars.
Les sérologies piroplasmose (fixation du complément), grippe et rhinopneumonie (fixation du complément) sont négatives.
En revanche, la sérologie pour recherche de borréliose par technique d’hémagglutination indirecte est positive au 1/400e, le seuil communément admis étant de 1/200e.
Parmi l’ensemble des chevaux testés pour recherche de borréliose par le laboratoire lors de très fortes suspicions cliniques, les sérologies dont les taux dépassent 1/400 à 1/800 sont rares.
Compte tenu de la sérologie positive pour la maladie de Lyme et des signes cliniques observés, de la présence de tiques dans l’entourage du poney et sur l’animal, la seule hypothèse diagnostique retenue est la maladie de Lyme.
Un traitement antibiotique à base d’oxytétracycline est choisi en raison de son efficacité rapportée contre la borréliose [6], notamment chez l’homme, à raison de 3 g par jour par voie intraveineuse stricte. Un cathéter est mis en place et la solution tiédie est administrée lentement pendant quatre jours afin de limiter les risques de diarrhée liés aux antibiotiques à long terme.
Des ferments lactiques sont distribués par voie orale pendant toute la durée du traitement.
La corticothérapie à dose dégressive est poursuivie.
Les pics de température observés jusqu’à l’administration des tétracyclines ont disparu par la suite. L’ensemble de l’examen clinique s’est normalisé, mais seul le souffle cardiaque est encore audible.
La sérologie de contrôle pour recherche de borréliose est négative par immunofluorescence (< 1/80) et par hémagglutination (< 1/200).
La numération sanguine révèle un taux de leucocytes normal, associée à une “inversion de formule” (tableau ).
L’agent responsable de la maladie de Lyme est Borrelia burgdorferi, bactérie apparentée à Treponema et Leptospira et qui appartient au groupe spirochaetes [9], en forme de spire hélicoïdale de 20 μm de long et 0,2 μm de large. Les trois espèces recensées en France sont : B. burgdorferi sensus stricto, B. afzelii et B. garinei. Elles sont essentiellement transmises par l’intermédiaire de tiques (encadré 1).
Chez le cheval, l’ampleur de la maladie est particulièrement développée aux Etats-Unis : dans les régions endémiques, le taux de séroprévalence des juments est passé de 12 à 60 % entre 1983 et 1986 [5], alors qu’en Europe, à la même époque, aucun cas n’était recensé.
EnFrance, une enquête réalisée en Bretagne en 1987 sur 400 chevaux a révélé la présence d’anticorps chez 36,5 % des sujets. La plupart des chevaux sont asymptomatiques [7].
Une enquête plus récente en Angleterre a montré un taux de séropositivité de 3 à 4 % chez des chevaux asymptomatiques issus de plusieurs régions et un taux de séropositivité moyen de 49 % pour des chevaux qui présentent des symptômes et issus de régions endémiques pour l’homme [1, 3]. Seules deux confirmations diagnostiques post-mortem chez des chevaux ont été décrites aux États-Unis en 1986 et 1987 [8].
Chez l’homme, la surveillance de la maladie a été mise en place en 1982, lorsque 497 cas avaient été rapportés. En 1991, 9344 cas ont été diagnostiqués aux États-Unis. L’augmentation de la vigilance des praticiens, de la surveillance des laboratoires et le manque de critères diagnostiques ont contribué à l’émergence du nombre de cas rapportés [16].
L’affection a été décrite chez l’homme aux États-Unis, en Europe, au Canada, en Asie et en Australie [14].
La pathogénie est encore méconnue. Une infection persistante résulte d’une réponse inflammatoire et de lésions tissulaires.
Borrelia burgdorferi, transporté dans le sang et les tissus lymphatiques, aurait une prédilection pour les articulations (à l’origine d’une synovite proliférative lymphocystique), le système nerveux, les yeux et le cœur. Des immuns complexes situés dans le tissu synovial stimuleraient une réaction immunitaire et la production d’interleukine 1. En conséquence, la production de prostaglandines et celle de collagénase seraient à l’origine de dégradation cartilagineuse et d’arthrite érosive [11].
Une primo infection par B. burgdorferi pourrait stimuler la formation d’immuns complexes suivi par leur dépôt. Certaines personnes sont prédisposées aux maladies à médiation humorale. De même, ceci pourrait expliquer la raison pour laquelle certains animaux sont porteurs asymptomatiques et d’autres présentent des signes cliniques. La réponse immune à B. burgdorferi fait intervenir tous les agents du système immunitaire : humoral, cellulaire et phagocytaire. Les individus séropositifs asymptomatiques présentent une réponse immunitaire suffisante ou ancienne contre l’infection ou sont le résultat d’un diagnostic faussement positif de laboratoire [12].
La présence d’anticorps IgM spécifiques des protéines des flagelles de la bactérie est détectée très précocement chez le cheval dans la phase aiguë de la maladie. Cette réponse est suivie par une élévation plus tardive du taux d’IgG, qui disparaît après un traitement antibiotique efficace [14].
Chez l’homme, une rougeur appelée “érythème migrans” est observée au niveau du site de la morsure de la tique. Ce phénomène est très rarement observé chez le cheval.
Chez l’animal, des signes systémiques de fièvre, de fatigue, de douleurs articulaires, de fourbure, de boiterie, de myosite et de perte de poids sont le plus souvent observés. Des signes oculaires peuvent également être observés (conjonctivite, panophtalmie). La bactérie peut aussi coloniser les tissus rénaux et/ou cardiaques. Chez le cheval et chez l’homme, des signes neurologiques (dépression, changement de comportement, dysphagie, encéphalite) ont été décrits [2].
Chez le cheval, les manifestations arthritiques sont toutefois les plus fréquentes lors de borréliose [18]. Au stade aigu, les articulations sont enflées, douloureuses et chaudes [9].
L’hyperesthésie observée chez de nombreux chevaux infectés (syndrome myofascial) résulte probablement de la migration de B. bugdorferi dans les fascia du cou et du thorax [6].
Le diagnostic de la maladie de Lyme est difficile à établir car il n’existe pas de signe clinique spécifique et les outils de diagnostic sont limités (encadré 2) [6].
Il convient de procéder à l’élimination des autres affections incluses dans le diagnostic différentiel : arthrite, ostéochondrose, myopathie, encéphalomyélite à protozoaire [6].
La présence de tiques dans la région où vit le cheval permet également de renforcer la suspicion. L’examen et la reconnaissance de l’espèce de la tique sont essentiels pour savoir si elle peut être responsable de la transmission de B. bugdorferi. La recherche de la bactérie peut être réalisée à partir du contenu intestinal d’une tique [14]. Dans le cas décrit, des tiques ont été prélevées dans l’environnement du poney et congelées, mais leur examen n’a pas révélé la présence de la bactérie.
Une sérologie positive en présence de signes cliniques, avec si possible, une cinétique d’anticorps, permet de préciser le diagnostic.
Une réponse positive au traitement est aussi une bonne indication de suspicion, mais sans toutefois permettre de confirmer le diagnostic avec certitude, car bien que ces chevaux présentent une séroconversion à B. bugdorferi après le traitement, les signes cliniques peuvent résulter d’une infection à Ehrlichia equi plutôt qu’à B. bugdorferi [6].
En ce qui concerne le cas décrit, les chevaux présents dans l’effectif de l’écurie ont été testés. Certains présentaient des sérologies avec des titres élevés sans signes cliniques associés. Un traitement identique à celui du poney a été proposé aux propriétaires afin de réévaluer ces sérologies après traitement. Cependant, en raison du risque supposé de diarrhée et de phlébite consécutifs au traitement par les tétracyclines, et de l’absence de signes cliniques, les propriétaires de ces chevaux n’ont pas souhaité suivre ce protocole. Celui-ci aurait pourtant permis de valider ou non l’efficacité du traitement et la négativation de la sérologie du poney après son traitement.
L’identification de B. bugdorferi par culture classique ou par amplification génique à partir de sang, d’urine, de liquide synovial ou cérébrospinal (LCR), permet d’établir le diagnostic de certitude. Il existe cependant des risques de faux négatifs : en effet, la recherche dans le sang n’est valable que lors de phase aiguë ou de symptômes systémiques. Le liquide synovial est souvent négatif, même lors d’arthrite à Borrelia, car ces bactéries sont plus particulièrement attirées par le tissu synovial (affinité tissulaire). Le LCR n’est valable que lors de neuroborréliose.
En pratique, la culture de la bactérie est difficile, car elle est présente en très faible quantité dans le sang et dans les tissus et la technique par PCR (polymerase chain reaction) [4] n’est pas toujours disponible. La culture est longue (deux mois).
L’ADN ou la bactérie vivante sont le plus souvent présentes dans les membranes synoviales, puis dans les nœuds lymphatiques régionaux, les muscles et le fascia antebrachial. Le péricarde, le myocarde et le système urinaire sont d’autres sites de détection moins fréquents [6].
La sérologie est le test de laboratoire le plus utilisé : ELISA (enzyme linked immunosorbant assay) ou immunofluorescence (IFA), immunoélectrophorèse (western blot) ou hémagglutination (HA). Cependant, il existe trois biais principaux pour les tests sérologiques :
- la présence de taux élevés d’anticorps à B. bugdorferi n’indique pas forcément la présence d’une infection active ;
- ces tests manquent de spécificité précoce ;
- ces tests, en particulier ELISA, manquent de spécificité en raison des réactions croisées avec d’autres infections (autres spirochétoses) [16].
Une étude a cependant montré que les sérums des chevaux qui contiennent des taux d’anticorps élevés contre Leptospira ne présentaient pas de réaction croisée avec Borrelia burgdorferi par l’immunoblot [3]. Le western blot est plus spécifique que l’IFA et l’ELISA, mais en revanche, il est plus laborieux à mettre en œuvre et plus onéreux [14].
De nombreux témoins sont en outre nécessaires pour valider ces tests [14]. Des résultats intermédiaires obtenus par ELISA doivent être confirmés par western blot [6].
La baisse du taux d’anticorps (principalement IgG) après traitement est également un critère de diagnostic (elle peut aussi être retenue comme indicateur). La cinétique d’apparition des anticorps lors de borréliose est assez particulière, puisque les immunoglobulines G ne sont détectables que plusieurs semaines après le début de l’infection. Néanmoins, lors d’arthrite clinique, il semble que le taux global d’anticorps soit toujours significatif [15]. Ceci peut expliquer en partie les lacunes actuelles des tests sérologiques qui ne sont pas tous spécifiquement dirigés vers la détection des immunoglobulines précoce de type M. Certains sujets sains, sans signes cliniques et sans aucune suspicion d’affection en cours, peuvent présenter des taux d’anticorps parfois élevés (tableau ). Ces taux de séroprévalence semblent plus faibles que ceux déjà décrits dans d’autres pays lors d’études similaires. Cependant, la méthode employée (hémagglutination) est connue pour être très spécifique, mais moins sensible que l’immunofluorescence ou l’ELISA.
Chez l’homme, l’administration de tétracycline, de pénicilline et de céphalosporine est efficace, même lors de cas chroniques (pénicilline par voie intraveineuse). Le traitement peut être prolongé jusqu’à six mois, afin de prévenir toute récidive.
Chez le cheval, l’utilisation de pénicilline sous forme de procaïne à la dose de 30 000 à 45 000 UI/kg/jour par voie intramusculaire est recommandée.
Il convient d’associer un traitement anti-inflammatoire [6]. L’association avec du triméthoprime-sulfamide par voie orale et d’un protecteur de la flore intestinale est également conseillée.
L’administration d’une association de tétracyclines (6,6 mg/kg par voie intraveineuse une fois par jour) pendant un mois (effet anti-inflammatoire immédiat, indépendamment de l’effet antibiotique), puis de doxycycline (5 à 10 mg/kg par voie orale toutes les douze heures) pendant un mois a été décrite [6]. Il est alors nécessaire de surveiller l’absence de diarrhée. Une réponse aux tétracyclines doit être observée dans les trois à cinq jours si le diagnostic est correct [13].
Un vaccin inactivé est disponible aux États-Unis chez le chien. Il est en cours de développement chez le cheval, mais son efficacité est discutée [6, 14]. En effet, en Europe, la vaccination chez le chien se heurte à la diversité des espèces de Borrelia, dont les caractéristiques des protéines de surface sont différentes [19].
La recherche et l’élimination des tiques dans le pelage sont le meilleur moyen de prévenir la maladie.
La maladie de Lyme est présente sur le continent américain où elle est à l’origine d’un taux de mortalité élevé, mais elle est également présente en Europe, où il convient de ne pas la sous-estimer. Son diagnostic est difficile et nécessite un diagnostic différentiel précis et une interprétation raisonnée des résultats de laboratoire. Seul l’isolement de l’agent de la maladie (pourtant difficile à obtenir) permet d’établir un diagnostic de certitude : les cas confirmés sont donc rares. L’utilisation prochaine en France, de méthodes plus sensibles et spécifiques qui ont démontré leur efficacité dans d’autres pays [12] devrait permettre d’améliorer le diagnostic de cette affection.
De nombreuses questions restent à résoudre : quelle est la durée de persistance des anticorps chez l’animal ? en l’absence de signes cliniques, une sérologie positive doit-elle être considérée comme le signe d’une infection latente ? Quel est le risque pour qu’un animal séropositif développe une maladie clinique ? Doit-on le traiter ? Comment interpréter une séronégativation après traitement ? Quel est le test le plus fiable ?
◊ Transmission par morsure de tiques
La bactérie se développe et se transmet par les tiques du genre Ixodes au stade de nymphe et d’adulte, lors de leur repas sanguin sur un hôte vertébré (mammifère) (figure ).
C’est à la fin du printemps que la nymphe, gorgée de sang, se transforme en adulte susceptible de contaminer les grands mammifères.
En Europe, le campagnol roux et les mulots sont les principaux réservoirs de la maladie. Les ongulés sauvages, cervidés et suidés sont les hôtes habituels des tiques, mais leur rôle de réservoir de la bactérie est discuté [19].
◊ Transmission directe par un animal contaminé
En absence de vecteur, la transmission pourrait avoir lieu par l’intermédiaire d’urine, de sang, de liquide synovial ou de placenta des animaux infectés.
C’est pourquoi, l’examen des animaux suspectés porteurs, en particulier du tractus urogénital, doit être réalisé avec précaution [11].
Conduite à tenir pour le diagnostic de la maladie de Lyme
• Après avoir exclu toutes les autres entités du diagnostic différentiel, il convient de rechercher des tiques sur le cheval et dans son entourage, de les récolter et de les congeler pour les envoyer au laboratoire.
• Un prélèvement de sang sur le cas et sur l’effectif qui l’entoure pour une sérologie et une PCR, ainsi que le prélèvement du liquide synovial pour rechercher l’agent pathogène sont à réaliser.
• Actuellement, les tests aisément disponibles en France sont les suivants :
- tests sérologiques en immunofluorescence indirecte, ELISA ou hémagglutination. Ces tests ont des avantages et des inconvénients qui rendent nécessaire la collaboration étroite du laboratoire pour les interpréter, car il ne s’agit que de tests de “confirmation de suspicion clinique”. Une prise de sang sur tube sec est réalisée et le délai de réponse est de 48 à 72 heures ;
- les tests de mise en évidence directe avec mise en culture sont de moins en moins pratiqués car ils sont peu sensibles (fragilité de la bactérie, conditions de prélèvement, nécessité d’un laboratoire expérimenté, etc.). Il est conseillé de contacter le laboratoire avant l’envoi de prélèvements biologiques. Le temps de réponse peut être assez long (environ deux mois).
- Les tests de mise en évidence directe par amplification génique (PCR) pourraient apporter un progrès décisif dans la confirmation d’une hypothèse diagnostique. Ces méthodes existent déjà avec divers processus d’amplification et différentes amorces géniques (primers). Il convient de les valider en les appliquant à l’espèce équine. Les échantillons utilisables sont les mêmesquepourles autres méthodes : le sang, les liquides synoviaux, etc. Les conditions de transport sont identiques. Les délais de réponse obtenus pour ces méthodes directes sont proches de ceux des outils sérologiques (48 à 72 heures).
Willy Burgdorfer met en évidence en 1982 l’agent responsable d’une épidémie d’arthrites inflammatoires chez 39 enfants et 12 adultes à Old Lyme, Lyme et East Haddam dans le Connecticut en 1975. Depuis, on parle de la “maladie de Lyme” pour décrire une infection à Borrelia burgdorferi [19].
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