Mise en place d’un cathéter épidural chez le cheval - Pratique Vétérinaire Equine n° 0218 du 30/06/2023
Pratique Vétérinaire Equine n° 0218 du 30/06/2023

Analgésie

CAHIER PRATIQUE

Fiche pratique

Auteur(s) : Antoine DESTREBECQ*, Ludovic TANQUEREL **

Fonctions :
*Centre hospitalier universitaire vétérinaire des équidés
**École nationale vétérinaire d’Alfort
***7 avenue du Général de Gaulle
****94700 Maisons-Alfort

Plusieurs molécules peuvent être administrées via un cathéter épidural dans le cadre d’une analgésie multimodale. La pose de ce dernier doit être réalisée dans le calme et selon les règles d’asepsie.

Le traitement de la douleur est un élément essentiel de la prise en charge globale d’un cheval. De nombreuses molécules sont utilisées couramment en médecine équine, comme les anti-inflammatoires non stéroïdiens ou la morphine. Cependant, lorsque ces derniers sont employés par voie systémique et à long terme, des effets indésirables sont possibles. Par exemple les anti-inflammatoires non stéroïdiens peuvent provoquer des ulcères gastriques, une entérocolite du côlon dorsal droit ou une insuffisance rénale [10]. La morphine est parfois à l’origine d’un ralentissement du transit et de coliques, ou de changements de comportement [7].

Selon le site de l'origine de la douleur, une analgésie localisée permet de diminuer les effets secondaires des molécules administrées. La technique de pose d’un cathéter périnerveux est décrite chez le cheval par exemple pour les douleurs distales des membres [4]. La voie épidurale est indiquée en cas de douleur des membres postérieurs ou de la sphère périnéale. Le cathéter épidural permet d’administrer des analgésiques à la demande, et peut être laissé en place pendant plusieurs jours sans complications s’il est bien entretenu [3].

Indications

Les cathéters épiduraux sont principalement utilisés dans le cadre d’une analgésie multimodale, lorsque l’analgésie “classique” n’est pas suffisante ou que certaines molécules sont contre-indiquées pour un cheval particulier [3]. Cette technique est plutôt réservée aux chevaux hospitalisés afin de diminuer les risques d’infection (méningites) [11]. La mise en place d’un cathéter épidural est indiquée le plus souvent pour des plaies au niveau des membres postérieurs, des fractures ou des arthrites septiques (en phase postopératoire), une fourbure, etc. Cette technique permet également de traiter des douleurs venant du bassin, de la queue, d’une partie de l’appareil urinaire (la vessie et l’urètre), de l’appareil génital, du rectum et de l’anus [11]. Les principales contre-indications sont l’existence d’une ataxie ou d’une faiblesse au niveau des membres postérieurs, une infection de la peau autour du site d’insertion du cathéter ou la connaissance de réactions médicamenteuses aux molécules injectées par voir épidurale [14].

Matériel et préparation

La procédure est réalisée debout dans un travail, ou au box si le cheval peut difficilement se déplacer, avec une sédation adéquate (vidéo). Le matériel nécessaire inclut les instruments pour la contention du cheval, la préparation aseptique de la peau et un kit à cathéter épidural (encadré et photo 1). En particulier, une aiguille de Tuohy 18 G de 8 mm au bord émoussé courbé permet de guider le cathéter sans léser l’espace épidural (photo 2). La région sacro-coccygienne est tondue sur un carré d’environ 20 cm, et une préparation aseptique est réalisée (photo 3).

Procédure de pose

Un champ stérile fenêtré est mis en place. Le site d’insertion du cathéter est repéré en mobilisant la queue et en identifiant le premier espace mobile dépressible (généralement entre C1 et C2, ou S5 et C1) en veillant à ce que le cheval soit à l’aplomb (photo 4). Le site est en général 2 à 5 cm au-dessus de l’insertion des crins. Une anesthésie locale à base de lidocaïne est réalisée en regard du site d’insertion du cathéter épidural (photo 5). La peau est ensuite incisée avec une lame de bistouri car l’aiguille de Tuohy est émoussée (photo 6). Une fois les repères pris, l’aiguille spinale est introduite selon un angle de 45° par rapport à la surface de la peau, le biseau orienté cranialement (photo 7). L’aiguille progresse librement jusqu’à rencontrer une perte de résistance une fois passée au travers du ligament jaune (ligamentum flavum), le mandrin peut alors être retiré. La bonne localisation peut être vérifiée de plusieurs manières :
- une goutte de NaCl stérile est déposée sur l’aiguille, elle est aspirée par la pression négative de l’espace épidural si la localisation est bonne ;
- une seringue sans caoutchouc sur le piston (fournie dans le kit) avec du NaCl stérile et une bulle d’air est connectée à l’aiguille. En cas de bon positionnent, la bulle d’air n’est pas déformée lors de l’injection du soluté stérile.

Le cathéter et son guide métallique sont ensuite introduits d’au moins 10 cm et jusqu’à 30 cm au maximum à l’intérieur de l’aiguille. Le cathéter a des marqueurs simples tous les centimètres, la marque est double à 10 cm, triple à 15 cm et quadruple à 20 cm. Compte tenu de la longueur de l’aiguille de Tuhoy, quand le marqueur 15 cm arrive à l’entrée de l’aiguille, cela signifie que 5 cm de cathéter sont déjà introduits dans l’espace épidural. Une résistance peut être ressentie au début, lorsque le cathéter sort de l’aiguille au niveau du passage courbé, mais aucune autre résistance ne doit être ressentie ensuite. Une fois la longueur désirée insérée, l’aiguille est retirée délicatement et le cathéter est tenu dès que possible afin qu’il ne ressorte pas. Le guide métallique du cathéter est alors retiré et le cathéter coupé pour ne pas laisser une trop grande longueur qui sera plus difficile à fixer efficacement sur la peau. Le cathéter peut être tunnellisé avec une aiguille rose sous la peau sur 2 cm, afin de réduire les risques de sortie. Le cathéter est ensuite raccordé à l’adaptateur Luer Lock jaune puis au filtre antibactérien pour limiter les contaminations durant les injections. Enfin, un bouchon perforable est fixé sur le filtre. Le cathéter est ensuite fixé à l’aide d’un point de colle forte et de points cutanés sur un “papillon” de sparadrap, puis le tout est protégé sous un pansement adhésif (photos 8 et 9). La perméabilité du cathéter est vérifiée en injectant du NaCl à 0,9 %.

L’administration continue d’analgésiques peut être réalisée à l’aide d’une pompe en élastomère, telle que le modèle Exacta Number One(1), qui permet la perfusion d’une solution stérile à très faible débit (2 à 8 ml par heure) chez le cheval ambulatoire (photo 10).

Utilisation du cathéter

Molécules

Un certain nombre de molécules sont utilisées avec les cathéters épiduraux caudaux (tableau) [3, 11].

Anesthésiques locaux

Les anesthésiques locaux produisent une analgésie par blocage moteur, sensitif et sympathique causé par une inhibition de la dépolarisation des canaux à sodium. La lidocaïne à 2 %, qui produit une analgésie en 2 à 15 minutes pour une durée de 1 à 3 heures, est la plus couramment utilisée [10]. La mépivacaïne a une durée d’action similaire, alors que la bupivacaïne agit plus longtemps (jusqu’à 6 heures) et avec moins d’effets moteurs [13].

Opioïdes

La morphine, la plus utilisée par voie épidurale, produit une analgésie par activation des récepteurs opiacés dans la corne dorsale de la moelle épinière. La morphine étant hydrophile, son délai d’action est plutôt lent (de 30 minutes à 8 heures) mais son effet est long (de 3 à 24 heures) [13]. La méthadone, plus lipophile, peut aussi être employée, avec un effet plus rapide mais une durée d’action plus courte. Le butorphanol n’a pas démontré d’effet analgésique par voie épidurale, alors que le fentanyl montre une action analgésique après son passage par voie systémique, donc la voie épidurale est dépourvue d’intérêt [8, 9]. La morphine se présente souvent sous une forme concentrée à 10 mg/ml avec des conservateurs potentiellement neurotoxiques. La dilution avec des solutions sans conservateurs (NaCl à 0,9 %) permet de prévenir ces effets indésirables.

Alpha-2 agonistes

L’analgésie produite est consécutive à la liaison aux récepteurs alpha-2, qui réduisent la nociception dans la moelle épinière. La xylazine agit en 10 à 45 minutes, pour une durée de 1,5 à 5 heures [13]. La détomidine agit en 10 à 25 minutes pour une durée de 2 à 4 heures.

Agents dissociatifs

La kétamine, la seule molécule utilisée de cette catégorie, produit une analgésie par antagonisme des récepteurs NMDA (acide N-méthyl-D-aspartique) dans la moelle spinale. Elle agit rapidement, en 5 à 10 minutes, mais sur une courte durée (entre 30 et 80 minutes) [13].

Associations

L’intérêt de combiner plusieurs molécules est de potentialiser les effets analgésiques tout en diminuant les doses et les effets secondaires potentiels. La combinaison d’alpha-2 agonistes avec de la morphine a montré un effet additif en matière d’analgésie et une durée d’action augmentée, par exemple [11]. La méthadone plus lipophile a une action plus rapide et peut être combinée à la morphine qui agit plus longtemps [12]. De même, la combinaison d’un alpha-2 agoniste ou de la morphine avec la lidocaïne permet d’obtenir une analgésie plus rapidement [1].

Volume

Du volume injecté dépend la zone anatomique atteinte par l’effet analgésique. Pour les régions coccygienne, périnéale et sacrale, un volume de 0,02 ml/kg est généralement utilisé (soit 10 ml pour un cheval de 500 kg). En cas d’utilisation d’anesthésiques locaux, le volume doit être moindre car il existe un risque élevé de paralysie des membres postérieurs avec une diffusion auprès des nerfs moteurs des membres pelviens [11]. Pour atteindre une analgésie des membres antérieurs, le volume peut être augmenté (0,15 à 0,2 ml/kg) et dans ce cas les opiacés sont utilisés seuls ou en association avec des alpha-2 agonistes (et jamais d’anesthésiques locaux) [6]. La dilution doit se faire dans de l’eau pour préparations injectables ou du NaCl à 0,9 % stérile, et les gros volumes sont à injecter lentement (sur un temps supérieur à 10 s/ml) car il est possible de provoquer un collapsus via la compression des nerfs spinaux.

Suivi

La propreté, l’intégrité du cathéter ainsi que l’absence de réaction inflammatoire locale doivent être vérifiées deux fois par jour [7]. La préparation des produits injectés doit être la plus stérile possible. Les injections sont suivies d’une injection de sérum physiologique (NaCl à 0,9 %, solution saline héparinée) [3]. La durée durant laquelle le cathéter peut rester en place est assez variable selon la propreté du site et le confort du cheval. Si en moyenne les cathéters ne sont conservés que quelques jours, il possible de les maintenir en place jusqu’à 1 mois [3].

Complications

Les complications sont fréquentes (74 %) mais peu sévères, et elles ne nécessitent généralement pas de traitement [3]. Les complications “techniques” courantes sont liées au cathéter lui-même, et incluent une obstruction, une dégradation ou une extraction du cathéter par le cheval, ainsi que des fuites et des irritations de la peau dues aux moyens de fixation [3]. Une fibrose locale est également rapportée sans incidence clinique [4, 15]. Les complications propres aux molécules injectées comprennent une agitation du cheval lors de l’administration et un prurit, une sudation de la zone périnéale, une diminution du transit intestinal (baisse de l’émission de crottins et des bruits digestifs) et des signes de colique [2]. D’autres complications sur les membres postérieurs, telles qu’une ataxie, une faiblesse ou un décubitus sont possibles avec l’administration des anesthésiques locaux [1]. En raison d’une dispersion dans le liquide cérébrospinal ou par voie systémique via la diffusion dans un vaisseau sanguin, une sédation est souvent observée avec les alpha-2 agonistes, les opiacés et les anesthésiques dissociatifs [13]. Une bradycardie, associée à l’apparition de blocs atrioventriculaires de type 2, est rapportée avec l’utilisation d’alpha-2 agonistes [11]. Enfin, la présence du cathéter épidural peut modifier certains paramètres du liquide cérébrospinal (hématies et protéines) [4, 15].

Matériel nécessaire à la pose d’un cathéter épidural

  • • Tondeuse.

  • • Éponges à scrub.

  • • Povidone iodée savon.

  • • Alcool.

  • • Gants stériles.

  • • Lidocaïne à 2 %.

  • • Seringue de 2 ml.

  • • Aiguilles bleue, orange et rose.

  • • Kit à cathéter épidural :
    - champ stérile fenêtré ;
    - aiguille de Tuohy ;
    - cathéter épidural avec mandrin ;
    - seringue pour test de résistance ;
    - lame de bistouri ;
    - adaptateur Luer Lock ;
    - filtre antibactérien.

  • • Bouchon perforable.

  • • Fil de suture pour point cutanés.

  • • Champ collant.

Références

1. Carpenter RE, Byron CR. Equine local anesthetic and analgesic techniques. In: Veterinary Anesthesia and Analgesia. Eds. Grimm KA, Lamont LA, Tranquilli WJ, Greene SA, Robertson SA. 5th ed. Wiley-Blackwell, Ames, IA. 2015:903-909.

2. Derossi R, Miguel GL, Frazílio FO et coll. L-bupivacaine 0.5% vs. racemic 0.5% bupivacaine for caudal epidural analgesia in horses. J. Vet. Pharmacol. Ther. 2005;28(3):293-297.

3. Douglas H, Midon M, Shroff K et coll. Caudal epidural catheterization for pain management in 48 hospitalized horses: a descriptive study of demographics, complications, and outcomes. Front. Vet. Sci. 2022;9:995299.

4. Driessen B, Scandella M, Zarucco L. Development of a technique for continuous perineural blockade of the palmar nerves in the distal equine thoracic limb. Vet. Anaesth. Analg. 2008;35(5):432-448.

5. Holopherne-Doran D. Mise en place et gestion pratique d’un catheter péridural. Proceeding 40es Journées annuelles de l’Avef, Reims. 2012:283.

6. Lindegaard C, Rønnow Kjærulff LN. Use of caudal epidural analgesia for management of orthopaedic limb pain in horses. Equine Vet. Educ. 2021;33(10):513-515.

7. Martin CA, Kerr CL, Pearce SG et coll. Outcome of epidural catheterization for delivery of analgesics in horses: 43 cases (1998-2001). J. Am. Vet. Med. Assoc. 2003;222(10):1394-1398.

8. Natalini CC, Robinson EP. Evaluation of the analgesic effects of epidurally administered morphine, alfentanil, butorphanol, tramadol, and U50488H in horses. Am. J. Vet. Res. 2000;61(12):1579-1586.

9. Natalini CC, Driessen B. Epidural and spinal anesthesia and analgesia in the equine. Clin. Tech. Equine Pract. 2007;6(2):145-153.

10. Reed SM, Bayly WM, Sellon DC. Equine Internal Medicine. 3rd ed. Elsevier. 2010:1488p.

11. Robinson EP, Natalini CC. Epidural anesthesia and analgesia in horses. Vet. Clin. North Am. Equine Pract. 2002;18(1):61-82, vi.

12. Rønnow Kjærulff LN, Lauritsen NJD, Ekstrøm CT et coll. Caudal epidural co-administration of methadone and morphine in horses: an evaluation of analgesic properties and effects on locomotor function, mentation and physical examination parameters. Equine Vet. Educ. 2021;33(7):360-367.

13. Rønnow Kjærulff LN, Lindegaard C. A narrative review of caudal epidural anaesthesia and analgesia in horses. Part 1: Safety and efficacy of epidural drugs. Equine Vet. Educ. 2022;34(8):418-431.

14. Rønnow Kjærulff LN, Lindegaard C. A narrative review of caudal epidural anaesthesia and analgesia in horses. Part 2: Clinical indications and techniques. Equine Vet. Educ. 2022;34(8):432-442.

15. Sysel AM, Pleasant RS, Jacobson JD et coll. Systemic and local effects associated with long-term epidural catheterization and morphine-detomidine administration in horses. Vet. Surg. 1997;26(2):141-149.

  • (1) Gamastech, Italie.
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