ÉCHEC DU TRAITEMENT CONTRE LE PARASITE VARROA DESTRUCTOR - Le Point Vétérinaire n° 427 du 01/03/2022
Le Point Vétérinaire n° 427 du 01/03/2022

APICULTURE

Cas clinique

Auteur(s) : Olivier Hartnagel

Fonctions : Clinique vétérinaire
20, rue Saint-Exupéry
01160 Pont-d’Ain

Après cinq ans de traitement à l’amitraze, un apiculteur est confronté à un échec de traitement au tau-fluvalinate. L’infestation de ses ruches par Varroa destructor reste importante.

Varroa destructor est un parasite majeur de l’abeille domestique, responsable de l’effondrement ou de la mort de nombreuses colonies d’abeilles domestiques. La lutte raisonnée est indispensable afin d’optimiser les résultats des traitements, d’autant que des phénomènes de résistance aux acaricides sont mis en évidence. Selon le type de production (biologique ou conventionnelle), les méthodes diffèrent, mais il est absolument nécessaire de connaître a minima le taux d’infestation initiale en parasites, afin de décider de la chronicité des mesures de lutte (biotechniques et/ou médicamenteuse) et d’estimer l’efficacité des traitements mis en place. Ces évaluations s’effectuent par comptage des parasites (chutes naturelles, varroas phorétiques ou cellules de couvain infestées).

L’arsenal thérapeutique étant limité, il convient de prendre en compte le risque de résistance des parasites aux traitements acaricides utilisés, et de préconiser en conséquence l’alternance des molécules. Toutefois, ces préconisations ont leur limite, comme l’illustre ce cas clinique qui met en évidence un phénomène de résistance au tau-fluvalinate malgré la pratique de cette alternance.

PRÉSENTATION DU CAS

1. Anamnèse et commémoratifs

Un apiculteur professionnel de la région Auvergne Rhône-Alpes, qui possède 270 colonies d’abeilles (Apis mellifera, race sélectionnée buckfast) en production conventionnelle, produit principalement du miel, des reines fécondées et des essaims. Chaque année, il effectue un traitement préventif et curatif contre le parasite Varroa, après la dernière récolte de miel. Malgré une saison 2021 marquée par des aléas climatiques au printemps et en été, la production de miel est honorable, notamment grâce à une transhumance sur des zones de culture de lavande.

Ses colonies sont mises en hivernage dans huit ruchers, d’environ 40 à 50 colonies chacun. L’apiculteur estime la pression parasitaire en réalisant des comptages de chutes naturelles, de manière irrégulière. Il estime ces chutes faibles à importantes sur tous ses ruchers (entre cinq et dix varroas par jour, comptages effectués début août). L’observation de ses colonies (force, réserves, quantité de couvains) lui sert également de repère. Il pratique d’autre part une sélection en privilégiant des souches au caractère VSH (Varroa sensitive hygien).

Depuis plus de cinq années, l’apiculteur utilise de l’amitraze sous la forme de lanières (Apivar). Fin août 2021, il décide de recourir à des lanières de tau-fluvalinate (Apistan) qu’il avait testées lui-même sur un rucher, soit environ 5 % de ses colonies, l’année auparavant. De sa propre initiative, l’apiculteur effectue le même jour un traitement des colonies à l’aide de VarroMed (association d’acide oxalique dihydraté et d’acide formique en dégouttement), en une seule administration. L’objectif de ce traitement, non évalué, consiste à produire un effet “flash” sur la population de varroas.

Après six semaines de ce traitement, l’apiculteur remarque de la mortalité (un bol d’abeilles mortes plutôt fraîches et quelques-unes mourantes devant 80 à 100 % des ruches), une baisse de l’activité des colonies malgré des réserves en miel operculé et en pollen importantes, ainsi qu’un couvain “en mosaïque” (photo 1). Lors de la désoperculation de quelques cellules de couvain, des varroas et leurs excréments sont observés. Face à ce constat, l’apiculteur met en place un test d’efficacité de son traitement. Il utilise de l’amitraze (fogger avec l’antiparasitaire Taktic), hors du cadre de l’autorisation de mise sur le marché (AMM), afin de comptabiliser les chutes d’acariens en glissant sous les ruches des plateaux graissés. Le nombre de varroas retrouvé est spectaculaire, dépassant systématiquement 50 insectes (et souvent 200, voire 1 000) tombés en 24 heures, ce qui démontre l’inefficacité du traitement mis en place depuis six semaines (photo 2).

2. Diagnostic

Une investigation par un vétérinaire apicole est réalisée sur un rucher de 45 colonies, parmi lesquelles 35 ont subi le “traitement” au fogger. Des comptages de varroas sont effectués sur des abeilles mortes “fraîches” et sur des abeilles vivantes (tableau 1). Les signes cliniques observés, les quantités importantes de varroas et les comptages sont compatibles avec une varroose (encadré). Des prélèvements de cires utilisées pour le renouvellement des cadres de corps et de hausse (années 2020 et 2021) sont réalisés pour une recherche de résidus, en particulier de tau-fluvalinate.

DISCUSSION

Les échecs de traitement contre Varroa destructor sont courants, bien que fréquemment sous-évalués ou sous-déclarés par les apiculteurs. Or, une mauvaise gestion du parasite au cours de la saison apicole conduit inexorablement à l’effondrement des colonies et à leur mort.

1. Gestion raisonnée du parasitisme

Les cycles de développement des colonies d’abeilles et du varroa étant parfaitement synchronisés, le traitement médicamenteux estival doit être le plus précoce possible, après la dernière récolte (figure). La croissance de la population de varroas est principalement liée à la durée de la période de butinage et d’élevage du couvain [6, 19]. Pour choisir le traitement le plus adapté, il importe de connaître régulièrement au cours de l’année le degré d’infestation des colonies d’abeilles.

Différentes techniques de comptage de varroas, plus ou moins invasives et à la fiabilité relative sont possibles (tableau 2 en complément sur lepointveterinaire.fr) [9]. Les estimations d’infestation doivent être effectuées sur un nombre représentatif de colonies (tableau 3 en ligne). Ni l’observation de colonies en apparence saines ni leur niveau de production ne permettent de juger de leur infestation. Dans le cas présenté, le manque de régularité des comptages n’a pas permis à l’apiculteur d’avoir une vue d’ensemble de la pression parasitaire dans ses ruchers, d’autant que des colonies issues de différents itinéraires techniques (plusieurs transhumances au cours de la saison apicole) ont été mélangées lors de la mise en hivernage.

Allier des méthodes médicamenteuses et “biotechniques” (destruction de couvains mâles, retrait total du couvain, création d’essaims artificiels, encagement de reines, traitement thermique du couvain) permet d’agir de manière optimale sur la quantité de parasites, en atteignant théoriquement un seuil de moins de 50 varroas après le traitement [9]. Ce seuil permet à une colonie de passer l’hiver avec un maximum de chances de se développer correctement et de produire la saison suivante. En effet, la seule sélection d’abeilles Varroa sensitive hygien (VSH) et/ ou suppressed mite reproduction (SMR) ne suffit pas à la gestion de cet ectoparasite.

2. Médicaments acaricides en apiculture et respect des consignes d’application des médicaments vétérinaires en productions animales

Les médicaments utilisables pour la lutte contre le parasite Varroa, dont l’efficacité est régulièrement évaluée notamment par la Fédération nationale des organisations sanitaires apicoles départementales (Fnosad), sont actuellement au nombre de treize (tableau 4 en ligne). Les résidus des médicaments acaricides utilisés se retrouvent dans les matrices apicoles, dont les cires [7]. Dans notre cas, l’apiculteur, utilisateur des lanières Apivar depuis plus de cinq ans (à base d’amitraze, un acaricide de la famille des formamidines), a été confronté à des infestations importantes au cours des deux dernières années. Sur la préconisation de la section apicole de son Groupement de défense sanitaire, il a donc traité avec des lanières Apistan (à base d’un acaricide de la classe des cyano-pyréthrinoïdes). Le “test” de traitement avec Apistan, réalisé dans un rucher en 2020 en dépit des recommandations du vétérinaire conseil de sa section apicole (responsable du plan sanitaire d’élevage), a par ailleurs rendu l’évaluation de son efficacité encore plus compliquée. Cependant, ce test n’est probablement pas à l’origine du problème rencontré, la totalité des ruchers étant concernés par l’absence d’efficacité du traitement après six semaines.

L’administration concomitante de VarroMed le jour de la pose des lanières, une pratique non évaluée, peut se révéler dangereuse pour la colonie d’abeilles. Il aurait été plus judicieux de pratiquer ce type de traitement entre deux miellées, son efficacité étant d’autant plus forte qu’il s’agit de miellées bloquantes (arrêt de ponte). Les tests d’efficacité ne doivent être réalisés qu’avec un médicament disposant d’une AMM. La pratique de l’apiculteur est strictement interdite et dangereuse, tant pour lui que pour les abeilles et le consommateur.

Face à un constat d’infestation très importante en varroas, malgré la mise en place d’un traitement juste après la dernière récolte estivale, plusieurs hypothèses peuvent expliquer la situation :

– infestation initiale avant traitement très (trop ?) importante ;

– problématique de l’accès des molécules acaricides aux varroas, en particulier ceux “cachés” au fond des cellules operculées du couvain, et traitement avec une molécule inadaptée au développement de la colonie (par exemple couvain operculé abondant et molécule ne diffusant pas dans ce couvain) ;

– réinfestation par l’environnement pendant le traitement ;

– mode d’action du médicament inadapté (action flash, action lente, action sur varroas phorétiques uniquement) ;

– non-respect des conditions d’utilisation de certains médicaments, par exemple mauvaise température d’utilisation, sous-dosage, médicament mal préparé, dépassement de la date de péremption (se référer systématiquement à la notice du médicament) ;

– phénomène de résistance du parasite à une molécule acaricide.

Dans le cas exposé, même si la gestion raisonnée par l’apiculteur peut être remise en cause, le médicament ayant été utilisé en respectant les consignes du résumé des caractéristiques du produit (RCP), l’échec du traitement dans la totalité des ruchers et sur 100 % de ses colonies oriente plutôt vers un phénomène de résistance à la molécule utilisée.

3. Mécanismes de résistance aux acaricides

La résistance aux acaricides d’une espèce cible peut être définie comme une diminution héréditaire de la sensibilité à celui-ci. Il s’agit d’une adaptation au nouvel environnement sélectionnée par la pression exercée par un ou plusieurs acaricides, selon un processus de sélection naturelle. Cette résistance à différentes familles de molécules est constatée et étudiée depuis plusieurs années [10, 19]. Les mouvements des colonies d’abeilles (transhumances) peuvent constituer l’une des causes de la propagation rapide des acariens résistants [14]. Différents mécanismes de résistance ont été observés [20]. Celle concernant le tau-fluvalinate, de la famille des pyréthrinoïdes, est la première identifiée en 1995 [8, 15].

Les individus résistants aux pyréthrinoïdes sont porteurs d’une ou de plusieurs mutations géniques. L’utilisation d’acaricides sélectionne les porteurs de ces mutations, plus aptes à survivre et à se reproduire en présence de ceux-ci. Ainsi, la fréquence du ou des allèles de résistance augmente dans les populations exposées au fur et à mesure des générations. Il est donc conseillé de n’utiliser la molécule qu’une année sur trois ou quatre, en alternance avec notamment l’amitraze si l’objectif est d’utiliser un traitement estival avec une galénique en lanières. En région Auvergne Rhône-Alpes, l’amitraze a été utilisé par la plupart des apiculteurs sans alternance de substance active durant les vingt dernières années. Cependant, des cas de résistance à l’amitraze ont également été suspectés en 2010 en Argentine, puis aux États-Unis, au Portugal et en République tchèque [12, 13, 18]. En France, à partir de 2011, Bonnafos et son équipe ont mis en évidence la présence de populations de varroas résistants au tau-fluvalinate, à l’amitraze et au thymol [4]. À la suite de plusieurs échecs de traitement avec l’amitraze, une cartographie des suspicions de résistance a été réalisée en région Auvergne Rhône-Alpes par l’Association de développement apicole (ADA) régionale, en collaboration avec Almecija [2].

4. Tests de sensibilité aux acaricides

Depuis l’année 2020, des tests de sensibilité au tau-fluvalinate et à l’amitraze peuvent être effectués en routine, grâce à l’envoi de varroas via des cadres de couvain operculés [1]. Réalisés avant l’application des traitements d’été, ils permettent de choisir le médicament ayant le plus de chances d’être efficace. Cependant, dans une même zone, voire au sein d’un même rucher, différentes populations de varroas plus ou moins résistants peuvent coexister. Si la résistance à un pesticide avantage les individus qui la possèdent, elle engendre souvent un “coût de la valeur adaptative” qui confère un avantage aux insectes sensibles, en l’absence du pesticide. La population du ravageur en question peut retrouver sa sensibilité, avec des vitesses variables. Ce phénomène est à la base de la gestion de la résistance aux insecticides [5].

5. Investigations effectuées et probable explication du cas de résistance décrit

La piste d’une possible contamination par des résidus de pyréthrinoïdes des cires utilisées par l’apiculteur a été évoquée. Les prélèvements effectués (cire gaufrée de l’année 2021 et cire fondue de l’année 2020) proviennent de la récupération de la cire d’opercule issue des hausses considérées comme les moins “polluées”. L’apiculteur renouvelle systématiquement un quart des cadres par an et confie ses propres cires à un cirier, sans jamais réaliser d’analyse toxicologique préalable.

7. Origine possible de la contamination des cires par le tau-fluvalinate

La cire et les pollens dans le pain d’abeille sont souvent contaminés par de nombreux pesticides, y compris en France [7, 20]. Dans notre cas, la contamination des cires de renouvellement pourrait avoir pour origine l’environnement, ou l’utilisation de traitements acaricides antérieurs à base de cette molécule. L’environnement est un facteur de risque important, les pyréthrinoïdes, notamment le tau-fluvalinate, étant des molécules couramment utilisées en agriculture (arboriculture, cultures maraîchères, céréales, oléagineux, houblon, melon, plantes porte-graines, vigne). Ces molécules sont ramenées dans la ruche au cours du butinage, via le pollen stocké ensuite sous la forme de pain d’abeille dans les alvéoles, et peuvent entraîner une contamination des cires de corps, puis de hausse [16]. Dans notre cas, seules des enquêtes phytosanitaires autour de toutes les zones où ont été entreposées les ruches au cours des transhumances permettraient de disposer de preuves solides d’une éventuelle contamination environnementale et de localiser les secteurs les plus à risque, afin de limiter les risques de contamination en déplaçant les ruches sur des territoires moins exposés.

L’utilisation de traitements acaricides à base de tau-fluvalinate est à l’origine d’une accumulation au cours du temps. Ainsi, la concentration en résidus d’acaricides est plus élevée dans la nouvelle cire que dans les vieux cadres, le tau-fluvalinate n’étant pas dégradé par la chaleur lors de la refonte des vieilles cires [3, 11]. Le contact régulier des varroas avec des résidus de tau-fluvalinate peut entraîner la sélection de populations résistantes. Murcia et ses collaborateurs ont mis en évidence que le tau-fluvalinate était presque systématiquement retrouvé dans la cire et le pain d’abeille, alors même que les colonies n’avaient pas reçu de traitement à base de cette molécule depuis au moins 48 mois. Un transfert du tau-fluvalinate des pollens récoltés vers les cires est très probablement à l’origine de leur contamination [16]. La présence de résidus de tau-fluvalinate dans tous les échantillons de pain d’abeille et de cire est préoccupante, en raison de son effet potentiellement négatif sur les reines et les faux bourdons. Mais surtout, l’exposition continue à des résidus de tau-fluvalinate, provenant directement de la cire, mais également du corps gras des abeilles mellifères contaminées, entraîne la sélection de Varroa destructor résistants.

Dans notre cas, la cire analysée était de la cire d’opercule recyclée par l’apiculteur afin de renouveler ses cadres, théoriquement peu, voire non contaminée par le tau-fluvalinate, ainsi que des cires utilisées les années précédentes. Les valeurs retrouvées sont donc importantes, d’autant qu’il s’agissait en théorie de cire d’opercule. Il est également possible que les cires gaufrées ou fondues soient issues de mélanges de cires de corps ou de hausse contaminés. Une enquête fine de l’environnement agricole de chacun des ruchers de cet apiculteur permettrait peut-être de localiser les zones les plus à risque et de déplacer les ruches concernées. D’autres études pourraient permettre de connaître le délai nécessaire à l’apparition d’une résistance selon le temps d’exposition des varroas à la cire contaminée, ou les doses minimales de résidus de tau-fluvalinate nécessaires pour induire une résistance.

8. Conduite à tenir par les apiculteurs

L’alternance des molécules acaricides utilisées contre Varroa est la première mesure à adopter. Elle montre cependant ses limites dans notre cas. L’apiculteur a opté, de sa propre initiative, pour un traitement hors AMM, bien que des solutions conformes à la réglementation existent, encore plus efficaces en l’absence de couvain ou après le retrait ou le griffage de celui-ci selon les cas.

La connaissance de l’itinéraire technique des colonies et la sélection de zones d’installation des ruches éloignées des champs cultivés potentiellement consommateurs de pyréthrinoïdes (ou de tout autre pesticide) constituent le second point clé.

L’utilisation de tests de sensibilité, comme le test de Pettis (tableau 5 en ligne), peut aussi être intéressante avant la mise en place des traitements, mais cela reste chronophage, car ils doivent être réalisés dans tous les ruchers [17].

La traçabilité des cires confiées aux ciriers, depuis leur origine jusqu’aux feuilles gaufrées rendues à l’apiculteur, est indispensable. La transformation d’un lot personnel de cire est préférable si les quantités disponibles sont suffisantes. En effet, le retour chez l’apiculteur de lots de cires gaufrées contaminées par le tau-fluvalinate, sans certitude qu’il s’agisse initialement de cire d’opercule pure, n’est pas exclu. Des analyses de cires régulières (particulièrement celles de renouvellement) devraient être systématisées par les apiculteurs, afin de prévenir les risques de résistance ou d’intoxication par des résidus, de pesticides notamment. D’après les résultats obtenus, des renouvellements de cires plus fréquents pourraient être préconisés selon les situations. Le coût de ces analyses serait rentabilisé par les avantages économiques résultant des mesures préventives mises en place (limitation de la perte de colonies et de la baisse de production). Enfin, lors de suspicion d’effets indésirables ou de manque d’efficacité des traitements, des déclarations de pharmacovigilance, les plus documentées possibles, doivent être effectuées, soit par les apiculteurs, soit par les techniciens sanitaires apicoles, soit par les vétérinaires. Dans la filière apicole, 175 déclarations de pharmacovigilance ont été enregistrées entre les mois de janvier 2015 et décembre 2019.

Références

  • 1. Almecija G. Résistances de Varroa destructor aux acaricides : conséquences sur l’efficacité des traitements. Application au tau-fluvalinate et à l’amitraze. Thèse sciences de la vie et de la santé, université de Tours et Institut de recherche sur la biologie de l’insecte (Irbi) avec le Centre de recherche et formations apicoles (Apinov). 2021.
  • 2. Almecija G, Poirot B, Cochard P et coll. Inventory of V arroa destructor susceptibility to amitraz and tau-fluvalinate in France. Exp. Appl. Acarol. 2020;82 (1):1-16.
  • 3. Bogdanov S. Quality and standards of pollen and beeswax. Apiacta. 2004;38:334-341.
  • 4. Bonafos R, Guillet B, Colin ME et coll. Monitoring de la sensibilité/résistance de Varroa destructor Anderson et Trueman aux acaricides. Conférence internationale sur les ravageurs en agriculture, Association française de protection des plantes (AFPP). Montpellier, France. 2011:10p.
  • 5. Calatayud-Vernich P, Calatayud F, Simó E et coll. Pesticide residues in honey bees, pollen and beeswax: assessing beehive exposure. Environ. Pollut. 2018;241:106-114.
  • 6. Calis JNM, Fries I, Ryrie S. Population modelling of Varroa jacobsoni Oud. Apidologie. 1999;30:111-124.
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  • 8. Faucon JP, Drajnudel P, Fléché C. Mise en évidence d’une diminution de l’efficacité de l’Apistan® utilisé contre la varroose de l’abeille (Apis mellifera L). Apidologie. 1995;26:291-296.
  • 9. Fnosad. Varroa et varroose. Guide de la Fédération nationale des organisations sanitaires apicoles départementales. 2021:198p. https://www.fnosad.com/fiches-pratiques/guide fnosad varroa et varroose.pdf
  • 10. Higes M, Martin-Hernandez R, Hernandez-Rodriguez CS et coll. Assessing the resistance to acaricides in Varroa destructor from several Spanish locations. Parasitol. Res. 2020;119 (11):3595-3601.
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  • 12. Maggi MD, Ruffinengo SR, Gende LB et coll. LC50 baseline levels of amitraz, coumaphos, fluvalinate and flumethrin in populations of Varroa destructor from Buenos Aires Province, Argentina. J. Apic. Res. 2008;47 (4):292-295.
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  • 17. Pettis JS. USDA-ARS Bee Research Laboratory, Beltsville, Maryland.
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Conflit d’intérêts : Aucun

Encadré
SIGNES DE VARROOSE OBSERVÉS AU SEIN D’UNE COLONIE D’ABEILLES

– Affaiblissement de la colonie.

– Baisse d’activité à l’entrée de la ruche.

– Mortalité d’abeilles.

– Couvain en mosaïque.

– Mortalité nymphale et/ou larvaire.

– Cannibalisme.

– Varroas visibles sur les abeilles (varroas phorétiques).

– Déjections de varroas sur les parois des cellules.

– Varroas visibles en fond des cellules.

– Abeilles de petite taille, abdomen raccourci.

– Abeilles aux ailes déformées ou atrophiées.

D’après [3].

Points clés

• La présence de résidus d’acaricides dans les cires peut entraîner la sélection de populations de varroas résistants.

• La caractérisation de l’infestation par Varroa destructor peut être réalisée via le comptage des parasites. Elle est nécessaire pour décider de la pérennité des mesures à adopter.

• L’alternance des molécules acaricides utilisées limite l’apparition de résistances.

• Des tests de sensibilité des varroas peuvent être effectués en routine. Pratiqués avant la saison estivale, ils permettent de choisir un traitement de façon éclairée.

CONCLUSION

Il est crucial d’encadrer la lutte contre le varroa, et de continuer à former les apiculteurs pour les sensibiliser à la notion de lutte collective et raisonnée, ainsi qu’au respect de la réglementation sur le médicament, ce parasite étant la première cause de mortalité des colonies d’abeilles. Comme dans les autres filières, la résistance aux antiparasitaires est également un phénomène observé en apiculture. Elle est connue depuis longtemps pour la famille des pyréthrinoïdes, plus récemment pour l’amitraze. Le respect des notions d’alternance des traitements n’est pas une stricte garantie d’efficacité, comme le montre ce cas, les cires apicoles pouvant être contaminées et capables de sélectionner des populations de varroas résistants. La qualité des cires de renouvellement est un facteur essentiel à prendre en compte. La présence de contaminants ou de substances étrangères impacte le développement larvaire. L’analyse systématique des cires de renouvellement pourrait également permettre d’anticiper les échecs de traitement et de responsabiliser les apiculteurs en matière d’accumulation des résidus de traitements acaricides.

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