ISOFLURANE EN MÉDECINE VÉTÉRINAIRE : RISQUES POUR LA SANTÉ HUMAINE ET IMPACT ENVIRONNEMENTAL - Le Point Vétérinaire n° 422 du 01/10/2021
Le Point Vétérinaire n° 422 du 01/10/2021

ANESTHÉSIE

Article de synthèse

Auteur(s) : Amandine Emond*, Gwenola Touzot-Jourde**

Fonctions :
*Unité de chirurgie-anesthésie
Oniris
101, route de Gachet
44300 Nantes

L’isoflurane présente un risque pour la santé, proportionnel à l’intensité et à la durée d’exposition. Il est donc nécessaire d’optimiser ses conditions d’utilisation, notamment en appliquant les bonnes pratiques anesthésiques(1).

L’anesthésie générale est indispensable en médecine vétérinaire : elle permet d’opérer dans de bonnes conditions, de réaliser certains examens complémentaires ou d’examiner des animaux agressifs ou dangereux. Elle est composée de plusieurs phases (la prémédication, l’induction, l’entretien et le réveil) et les modalités de l’entretien peuvent différer. Ainsi, l’anesthésie est qualifiée d’injectable lors de l’administration par les voies intraveineuse et intramusculaire principalement, et volatile quand l’entretien est réalisé par l’inhalation de vapeurs anesthésiques.

Selon une enquête de 2014 réalisée en France auprès des vétérinaires, l’anesthésie injectable est souvent privilégiée pour les anesthésies générales de courte durée (moins de trente minutes), tandis que les anesthésies de durée moyenne (entre trente minutes et deux heures) ou longues (plus de deux heures) sont préférentiellement volatiles [11].

L’isoflurane est un anesthésique volatil halogéné composé d’un squelette carboné et oxygéné sur lequel sont fixés des atomes de fluor et de chlore. Il se présente sous une forme liquide à température ambiante, mais se vaporise facilement en formant des vapeurs denses, qui se déposent en nappes près du sol lorsqu’il s’échappe de son contenant ou du circuit anesthésique [16]. Il a de multiples intérêts qui en font l’anesthésique volatil le plus utilisé par les vétérinaires : faible coût, bonne efficacité, induction et réveil rapides, toxicité métabolique réduite et sécurité d’utilisation. Ses effets sur la santé humaine et sur l’environnement sont en revanche assez méconnus des praticiens en raison d’un manque d’informations, et il en est de même des auxiliaires spécialisés vétérinaires (ASV) qui y sont exposés de manière identique, voire supérieure.

LES EFFETS DE L’ISOFLURANE SUR LA SANTÉ

1. Lors d’expositions aiguës et chroniques

La majorité des vétérinaires qui utilisent l’isoflurane ont déjà expérimenté les effets d’une exposition aiguë à de grandes quantités de cette vapeur, que ce soit en renversant une bouteille, lors du remplissage de l’évaporateur ou avant de remarquer une grosse fuite dans un circuit anesthésique. Outre l’odeur désagréable et l’irritation des muqueuses respiratoire et oculaire, l’inhalation de ces vapeurs peut entraîner des nausées, des céphalées, des vertiges, etc. [12].

En revanche, il est bien plus difficile de distinguer et de quantifier ses effets lors d’expositions chroniques, ce qui est d’autant plus vrai en cas d’exposition au quotidien à de multiples autres sources de polluants : les désinfectants et les détergents qui sont irritants pour la peau et les muqueuses, les substances cancérigènes contenues dans la fumée du bistouri électrique et les perturbateurs endocriniens présents dans les plastiques à usage unique.

2. Chez des populations très exposées

Quelle que soit la part de l’isoflurane, les risques génotoxique et reprotoxique ont été identifiés comme plus élevés dans les populations d’infirmiers et de praticiens exposés chroniquement, pendant plusieurs années, à des concentrations de gaz anesthésiques supérieures aux recommandations, en particulier dans des blocs opératoires qui ne disposent pas d’évacuation adéquate de ces gaz. Les conséquences de cette exposition seraient des modifications de l’acide désoxyribonucléique (ADN), une modulation du système immunitaire, une baisse de la fertilité et une augmentation de la mortinatalité [5, 6, 18]. Ces modifications semblent dues à une instabilité génomique qui résulte de l’exposition aux gaz anesthésiques (gaz volatils halogénés comme l’isoflurane et le sévoflurane, protoxyde d’azote), visible in vivo par l’apparition d’un noyau cellulaire surnuméraire de petite taille (micronoyau). Elle peut se solder par des modifications définitives de l’information biologique lorsque les réparations sont impossibles, donc par l’apparition de mutations : leurs effets varient selon la localisation et la gravité des dommages. Suivant les études, le risque pour une personne exposée est 1,12 à 4,34 fois plus élevé que pour une personne non exposée aux anesthésiques gazeux (gaz volatils halogénés et protoxyde d’azote) [21].

L’EXPOSITION À L’ISOFLURANE

1. Conditions

Plusieurs critères permettent de décrire l’exposition à une substance toxique (lieu, moment, durée et intensité). Certaines situations sont plus à risque que d’autres, et sont d’autant plus délétères qu’elles sont liées à de mauvaises habitudes, donc répétées à chaque anesthésie.

Les situations sources de contamination de l’air ambiant comprennent :

– l’opération de manipulation de la bouteille d’isoflurane et de remplissage de l’évaporateur ;

– la phase d’entretien de l’anesthésie lorsque le circuit respiratoire présente un défaut d’étanchéité, ce qui provoque des fuites et contamine l’air ambiant ;

– la phase de réveil pendant laquelle l’animal expire dans l’environnement dès qu’il est débranché du circuit anesthésique puis après l’extubation ;

– le changement de la chaux sodée des circuits respiratoires réinhalatoires ;

– la pratique de l’anesthésie volatile avec un système ouvert : masque facial non étanche, sondes endotrachéales sans ballonnet d’étanchéité ou avec un ballonnet sous-gonflé, cage à induction anesthésique lors de son ouverture.

Une exposition est également possible lorsque l’animal est débranché du circuit respiratoire et que ce dernier contient encore des vapeurs anesthésiques (vaporisateur en marche ou circuit non “flushé” vers le dispositif d’élimination) ou en cas de défaillance du dispositif d’élimination ou de captage des gaz usés (tuyau d’évacuation, filtre d’absorption des halogénés) [10].

Ces différentes procédures peuvent être peu, voire pas exposantes lorsqu’elles sont bien réalisées et couplées à une ventilation suffisante des locaux. L’utilisation de listes d’items à vérifier (opérations de vérification de l’appareil) avant chaque anesthésie est conseillée pour éviter les oublis et améliorer la communication entre les différents membres du personnel en charge de l’animal [2, 3, 4]. Elles portent sur la vérification et l’entretien du matériel, mais peuvent aussi lister les différentes étapes de l’anesthésie, de la préparation du plateau technique jusqu’au réveil en passant par l’élaboration du protocole anesthésique et au suivi de l’animal(1) (encadré 1).

2. Pistes d’amélioration

L’identification des sources et des circonstances de contamination de l’atmosphère de travail, ainsi que le respect des bonnes pratiques d’utilisation de l’anesthésie volatile permettent de maintenir la concentration de l’air ambiant en isoflurane en dessous des recommandations établies par la circulaire DGS/3A/667 bis du 10 octobre 1985, à savoir deux parties par million (ppm), sur toute la période de maintenance de l’anesthésie [7]. Ces recommandations ne prennent pas en compte les autres situations exposantes, c’est pourquoi cette valeur maximale devrait être fixée pour une période de huit heures consécutives en l’absence d’incident (ce qui équivaut à une journée complète de travail) et sur quinze minutes lors d’une exposition importante accidentelle, comme il est habituel de le faire pour les autres composés dangereux [7].

Les mesures de la concentration de l’air ambiant en isoflurane sont faites grâce à un échantillonnage de l’air via un capteur fixé au niveau des voies respiratoires de l’opérateur (à attacher sur le bord du col de la blouse ou sur l’épaule). Cet échantillonnage peut être continu (nécessite du matériel d’analyse) ou ponctuel, grâce à un dosimètre similaire à celui utilisé pour l’exposition aux rayons X. Le gas adsorbent badge for individual exposure (Gabie) a été développé dans cet objectif par l’Institut national de recherche et de sécurité pour la prévention des accidents du travail et des maladies professionnelles (INRS). Les valeurs mesurées sont alors à ramener à la durée d’échantillonnage.

LES EFFETS DE L’ISOFLURANE SUR L’ENVIRONNEMENT

L’isoflurane est un gaz à effet de serre 1 401 fois plus puissant que le dioxyde de carbone (CO2) [19, 20]. Lors de sa décomposition par les ultraviolets solaires, il se transforme en composés toxiques fluorés et chlorés comme l’acide chlorhydrique (responsable des pluies acides) [17].

Par comparaison, et sans prendre en compte le potentiel de réchauffement climatique de ses métabolites, une anesthésie d’une heure à 1,6 % d’isoflurane inspiré et 1 litre par minute de dioxygène (O2) correspond à un trajet de 92,5 km (GWP20) avec une voiture neuve (112 g de CO2 par kilomètre), soit 92,3 km lorsque la fraction métabolisée est enlevée (encadré 2) [1, 15, 17]. Si l’impact est évalué sur 100 ans (GWP100) plutôt que 20, la distance se réduit alors à 34 km.

Le piégeage de l’isoflurane issu du circuit respiratoire de l’appareil d’anesthésie à l’aide de cartouches composées de charbon activé ne fait que déplacer le problème à une échelle environnementale plus large : s’il limite l’exposition au sein du bloc en évitant le rejet dans l’air ambiant, les cartouches doivent tout de même être éliminées. Leur destruction avec les déchets d’activité de soins à risque infectieux (Dasri, conteneurs jaunes éliminés par incinération) est plus indiquée qu’avec les ordures ménagères, mais produit des dérivés toxiques comme le chlorure et le fluorure d’hydrogène, lesquels sont caustiques pour les muqueuses [8].

LES PERSPECTIVES D’AMÉLIORATION

Abandonner l’isoflurane au profit d’autres agents anesthésiques semble difficile, car cela nécessite entre autres du matériel spécifique (administration par voie veineuse continue avec des pousse-seringues, notamment lors d’anesthésie totalement intraveineuse) ou des molécules très onéreuses (anesthésie volatile au xénon, gaz noble présent sous la forme de traces dans l’atmosphère) [13].

L’utilisation du sévoflurane présente les mêmes considérations, même s’il a un potentiel de réchauffement climatique moins élevé que celui de l’isoflurane (GWP100 = 130). Cet indice est à nuancer par la nécessité d’utiliser des concentrations supérieures à l’isoflurane, car la puissance anesthésique du sévoflurane est moindre. Ainsi, la concentration minimale alvéolaire est de 2,3 % chez le chien pour le sévoflurane et de 1,3 % pour l’isoflurane [9, 17]. Il semble plus intéressant de continuer à utiliser les anesthésiques volatils, tout en maîtrisant l’exposition par le biais des bonnes pratiques anesthésiques [14]. Elles permettent d’utiliser moins d’anesthésiques et de limiter les risques et l’importance des fuites(1) (photos 1 et 2).

Plusieurs approches sont disponibles et complémentaires :

– l’utilisation de protocoles d’anesthésie balancée, alliant des molécules et des techniques analgésiques à l’isoflurane, permet d’économiser sur les besoins en anesthésique volatil ;

– l’utilisation d’un analyseur de gaz, qui mesure les fractions inspirées et expirées des gaz présents dans le circuit respiratoire et les voies aériennes de l’animal anesthésié (O2, CO2 et isoflurane), facilite le réglage du débit de gaz frais de l’appareil d’anesthésie et de l’évaporateur à effet, tout en permettant de mettre en application le concept de l’anesthésie “bas débit” (low flow) grâce à l’emploi de débits de gaz frais faibles.

Ces techniques sont également bénéfiques pour l’animal puisqu’elles favorisent une anesthésie plus stable et une meilleure qualité d’analgésie (protocole d’anesthésie balancée). Financièrement, elles permettent de réduire la consommation en anesthésiques volatils et en oxygène. Ces bonnes pratiques anesthésiques doivent être couplées à une ventilation efficace dans les salles de préparation, les blocs chirurgicaux et les chenils afin de réduire le plus possible les expositions aiguës et chroniques. À l’avenir, il pourrait être intéressant de développer des systèmes accessibles aux vétérinaires permettant de collecter et de recondenser l’isoflurane expiré : les prototypes et les systèmes existants autorisent ainsi, selon le modèle, jusqu’à 99,83 % de récupération des anesthésiques halogénés non métabolisés, ce qui règle en outre le problème de leur élimination [22]. Ils ne sont toutefois pas encore accessibles à grande échelle.

CONCLUSION

L’isoflurane est un anesthésique volatil utilisé en médecine vétérinaire pour ses nombreuses qualités. Son utilisation est cependant associée à un potentiel d’exposition pour le manipulateur et présente un risque pour la santé qui semble proportionnel à l’intensité et à la durée d’exposition. En conséquence, Il est indispensable d’optimiser ses conditions d’utilisation en assurant la formation adéquate des praticiens et des ASV à son emploi et en appliquant les bonnes pratiques anesthésiques, de manière à limiter les risques pour la santé et pour l’environnement.

  • (1) Voir la fiche “Bonnes pratiques en anesthésie volatile” dans ce numéro.

Références

  • 1. Ademe. Évolution du taux moyen d’émissions de CO2 en France. Fiche de l’Agence de l’environnement et de la maîtrise de l’énergie. http://carlabelling.ademe.fr/chiffrescles/r/evolutionTauxCo2 (consulté le 26/5/2020).
  • 2. Association of Anaesthetists of Great Britain and Ireland. Checking anaesthetic equipment. Anaesthesia 2012;67:660-668.
  • 3. Association of Veterinary Anaesthetists. Anesthetic Safety Checklist Implementation Manual. Jurox. 2014:16p.
  • 4. Association of Veterinary Anaesthetists. Anaesthetic Safety Checklist. 2014.
  • 5. Borayek GE, Abou El-Magd SA, El-Gohary SS et coll. Occupational genotoxic effects among a group of nurses exposed to anesthetic gases in operating rooms at Zagazig University Hospitals. Egypt. J. Occup. Med. 2018;42 (1):105-122.
  • 6. Braz MG, Carvalho LIM, Chen CYO et coll. High concentrations of waste anesthetic gases induce genetic damage and inflammation in physicians exposed for three years: a cross-sectional study. Indoor Air. 2020;30 (3):512-520.
  • 7. Circulaire DGS/3A/667 bis du 10 octobre 1985 relative à la distribution des gaz à usage médical. https://www.adiph.org, ressources, fluides-medicaux.
  • 8. CNESST. Fiche de l’isoflurane. Répertoire toxicologique. Commission des normes, de l’équité, de la santé et de la sécurité du travail. https://reptox.cnesst.gouv.qc.ca/Pages/fiche-complete.aspx?no produit=768085&no seq=1&t=isoflurane
  • 9. Jones RSJ, West E. Environmental sustainability in veterinary anaesthesia. Vet. Anaesth. Analg. 2019;46 (4):409-420.
  • 10. Labruyère M. Étude de l’exposition professionnelle à l’isoflurane dans la pratique de l’anesthésie vétérinaire à l’Ecole nationale vétérinaire d’Alfort. Thèse doct. vét. 2013.
  • 11. Nadal P. Étude de l’exposition professionnelle aux agents anesthésiques volatils dans la pratique libérale de l’anesthésie des petits animaux en France. Thèse doct. vét. 2014.
  • 12. National Institute for Occupational Safety and Health. Waste anesthetic gases: occupational hazards in hospitals. NIOSH Pub. Washington, DC. 2007;151:1-16. https://www.cdc.gov/niosh/docs/2007-151/pdfs/2007-151.pdf?id=10.26616/ NIOSHPUB2007151.
  • 13. Nimmo AF, Absalom AR, Bagshaw O et coll. Guidelines for the safe practice of total intravenous anaesthesia (TIVA): joint guidelines from the Association of Anaesthetists and the Society for Intrave-nous Anaesthesia. Anaesthesia. 2019;74 (2):211-224.
  • 14. Otteni JC, Ancellin J, Cazalaà JB et coll. Recommandations concernant l’appareil d’anesthésie et sa vérification avant utilisation. SFAR. 2015. https://sfar.org/lappareil-danesthesie-et-sa-verification-avant-utilisation/
  • 15. Pierce T. Anaesthesia impact calculator. Mobile application. 2019.
  • 16. PubChem. Isoflurane. https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/isoflurane
  • 17. Ryan SM, Nielsen CJ. Global warming potential of inhaled anesthetics: application to clinical use. Anesth. Analg. 2010;111 (1):92-98.
  • 18. Shirangi A, Fritschi L, Holman CDJ. Associations of unscavenged anesthetic gases and long working hours with preterm delivery in female veterinarians. Obstet. Gynecol. 2009;113 (5):1008-1017.
  • 19. Sulbaek Andersen MP, Sander SP, Nielsen OJ et coll. Inhalation anaesthetics and climate change. Br. J. Anaesth. 2010;105 (6):760-766.
  • 20. Sulbaek Andersen MP, Nielsen OJ, Wallington TJ et coll. Assessing the impact on global climate from general anesthetic gases. Anesth. Analg. 2012;114 (5):1081-1085.
  • 21. Vodicka P, Musak L, Fiorito G et coll. DNA and chromosomal damage in medical workers exposed to anaesthetic gases assessed by the lymphocyte cytokinesis-block micronucleus (CBMN) assay. A critical review. Rev. Mutat. Res. 2016;770:26-34.
  • 22. Wong K, Wasowicz M, Grewal D et coll. Efficacy of a simple scaven ging system for long-term critical care sedation using volatile agent-based anesthesia. Can. J. Anesth. 2016;63:630-632.

Conflit d’intérêts : Aucun

Encadré 1 : EXEMPLE DE CHECKLIST POUR LA PRÉPARATION ET LA VÉRIFICATION DE L’APPAREIL D’ANESTHÉSIE VOLATILE

Alimentation en gaz frais (gaz vecteur et vapeur anesthésique)

– Vérifier le stock en oxygène dans la bonbonne (manomètre ou tableau mural de pression des gaz frais et des alarmes de bas débit d’O2 si applicable) et/ou le bon fonctionnement du concentrateur d’oxygène (électricité, filtre antipoussière, placement dans un endroit bien ventilé).

– Vérifier le bon fonctionnement du débitmètre d’oxygène (intégrité du tube en verre, mobilité de la bille ou de la bobine curseur qui monte dans le tube en verre dès que la molette est desserrée).

– Vérifier les branchements d’entrée et de sortie de l’évaporateur (congruence, étanchéité, sens de circulation du ou des gaz vecteurs correct).

– Consulter dans la fenêtre témoin l’état de remplissage de la cuve de réserve en isoflurane de l’évaporateur.

– Vérifier que la molette de sélection du pourcentage d’isoflurane est fonctionnelle.

– Vérifier le branchement et l’intégrité des tuyaux acheminant les gaz frais vers le circuit respiratoire.

– Vérifier le fonctionnement du bouton “oxygène rapide” (flux arrivant sous une pression de 3,5 à 5 bars directement de la bonbonne), non fonctionnel avec un concentrateur (production d’oxygène à pression atmosphérique).

Montage et vérification du circuit respiratoire

– Choisir le circuit adapté au poids et à la morphologie de l’animal.

– Vérifier la présence et l’intégrité de l’ensemble des éléments du circuit (ballon réservoir, tuyaux, embout animal, valve de trop-plein, etc.). Pour les circuits non réinhalatoires : intégrité des tuyaux, dont le tuyau central étanche pour le circuit de Bain (coaxial). Pour les circuits réinhalatoires : chaux sodée non saturée, valves unidirectionnelles inspiratoire et expiratoire fonctionnelles et étanches.

– Vérifier l’intégrité et la congruence des raccords entre les pièces.

– Vérifier le branchement de l’arrivée des gaz frais sur le circuit.

– Vérifier la fonctionnalité du manomètre.

– Tester l’étanchéité complète du circuit.

– Vérifier la fonctionnalité de la valve de trop-plein en position fermée au cours du test d’étanchéité et en position complètement ouverte (absence de pression résiduelle) à la fin du test.

– Si l’appareil d’anesthésie possède une fonction électronique de vérification automatique du circuit respiratoire et du ventilateur, vérifier le message d’absence d’anomalie en fin de test.

Système d’évacuation antipollution

– Vérifier le branchement de la sortie de la valve de trop-plein sur le tuyau d’évacuation.

– Vérifier la capacité d’absorption résiduelle en isoflurane de la cartouche-filtre au charbon (suivi du poids).

– Vérifier les raccordements tuyau/cartouche ainsi que le bon positionnement de la cartouche (verticale ou horizontale selon le modèle pour assurer un flux traversant sans obstruction, absence de surpression).

– Vérifier le bon fonctionnement de l’extraction active et son bon branchement.

– Vérifier le branchement entre la sortie des gaz échantillonnés du capnographe ou de l’analyseur de gaz respiratoires (à l’arrière ou sur le côté du moniteur) et le système d’évacuation.

Matériel d’intubation et masques

– Vérifier l’intégrité de la sonde endotrachéale, y compris le ballonnet d’étanchéité (maintien de l’étanchéité du ballonnet, de l’ensemble ballonnet-pilote et la valve de gonflage).

– Vérifier l’intégrité du masque laryngé ou du dispositif supraglottique.

– Lubrifier le PVC ou le silicone extérieur de la sonde et du ballonnet avec un spray siliconé.

– Choisir un masque facial adapté à la conformation du museau et vérifier l’intégrité du masque (craquelure, porosité, connectique) et de son diaphragme.

Ventilateur

– Vérifier l’état de fonctionnement.

– Vérifier l’étanchéité du soufflet et des tuyaux respiratoires.

– Vérifier l’intégrité et le réglage de la valve d’évacuation et de la valve de surpression le cas échéant.

– Vérifier le raccordement au système d’évacuation.

D’après [18, 19].

Points clés

• L’exposition à l’isoflurane semble augmenter le risque génotoxique et reprotoxique. Son effet, en particulier lors d’exposition chronique, est toutefois difficile à différencier des effets des autres polluants présents dans l’environnement de travail.

• L’utilisation de bonnes pratiques d’administration et d’entretien de l’équipement réduit l’exposition humaine lors de l’anesthésie des animaux et permet de l’utiliser en toute sécurité pour la personne anesthésiste et l’animal anesthésié.

• L’utilisation des circuits réinhalatoires avec de bas débit de gaz frais, la mesure de la concentration expirée d’isoflurane et l’emploi de protocoles d’anesthésie balancée permettent de diminuer la consommation d’isoflurane nécessaire au maintien de l’anesthésie.

• L’utilisation de l’isoflurane a des répercussions environnementales à l’échelle planétaire en contribuant à l’effet de serre.

Encadré 2 : DÉTAIL DU CALCUL DE L’ÉQUIVALENT CO2 D’UNE ANESTHÉSIE À 1,6 % D’ISOFLURANE ET 1 LITRE PAR MINUTE D’O2

Données

– Poids moléculaire de l’isoflurane : PM = 184,49 g/mol.

– Masse volumique de l’isoflurane : MV = 24 l/mol à 20 °C.

– Potentiel de réchauffement climatique (global warming potential) de l’isoflurane sur 20 ans : GWP20 = 1 401 et sur 100 ans : GWP100 = 510.

– Équivalent en CO2 d’un kilomètre pour une voiture datant de 2019 : E = 112 g/km.

Formules utilisées

– Débit d’anesthésique utilisé : Diso (l/h) = débit de gaz frais (en litres par minute) × 60 (minutes en une heure) x pourcentage d’anesthésique délivré (%).

– Quantité d’anesthésique utilisé : Qiso (g/h) = Diso / MV × PM.

– Équivalent CO2 de l’isoflurane sur 20 ans : CDE20 (g/h) = Qiso × GWP20.

– Équivalent CO2 de l’isoflurane sur 100 ans : CDE100 (g/h) = Qiso × GWP100.

– Équivalence en nombre de kilomètres : L (km) = CDE20 ou CDE100 / E.

Applications numériques

Diso = 1 × 60 × 0,016 = 0,96 l/h.

Qiso = 0,96 / 24 × 184,49 = 7,4 g/h.

CDE20 = 7,4 × 1 401 = 10 367 g/h.

CDE100 = 7,4 × 510 = 3 774 g/h.

L = 10 367 / 112 = 92,5 km sur 20 ans et L = 3 774 / 112 = 33,7 km sur 100 ans.

Fourniture en gaz frais (1) Débitmètre d’O2. (2) Évaporateurs (appareil muni d’une rampe permettant d’avoir deux évaporateurs en série et le choix de l’isoflurane ou du sévoflurane selon l’animal). (3) Bouton “O2 rapide” permettant de remplir rapidement le circuit respiratoire d’O2 uniquement, ce qui facilite la réalisation du test d’étanchéité du circuit et son “flush” (O2 sous pression à utiliser avec précaution lorsqu’un animal est branché sur le circuit réinhalatoire, toujours avec la valve de trop-plein ouverte, et à ne pas utiliser avec un circuit non réinhalatoire lorsqu’un animal est branché au circuit). (4) Sortie des gaz frais (O2 ± vapeur anesthésique). (4’) Zone d’arrivée des gaz frais dans le circuit respiratoire. Circuit respiratoire réinhalatoire (5) Tuyaux respiratoires (un tuyau inspiratoire et un tuyau expiratoire, dans une version coaxiale le tuyau inspiratoire est à l’intérieur du tuyau expiratoire) avec l’embout animal (flèche) à connecter sur la sonde endotrachéale. (6) Valves inspiratoire et expiratoire. (7) Bac à absorption du CO2 (cuve à chaux). (8) Ballon réservoir. (9) Valve de trop-plein Non visibles sur la figure, le manomètre présent dans le circuit respiratoire et le dispositif d’évacuation des gaz usés.

Fourniture en gaz frais (1) Débitmètre d’O2. (2) Évaporateur. (3) Bouton “O2 rapide” permettant de remplir rapidement le circuit respiratoire d’O2 uniquement (O2 sous pression à ne pas utiliser lorsqu’un animal est branché sur le circuit non réinhalatoire en raison du risque de surpression et à réserver au seul test d’étanchéité du circuit). (4) Tuyaux acheminant l’O2 (tuyau blanc pour l’O2 rapide et tuyau transparent de la sortie du débit-mètre et l’entrée de l’évaporateur). (4’) Tuyau transparent acheminant les gaz frais (O2 ± vapeur anesthésique) vers le circuit respiratoire, circuit respiratoire non réinhalatoire et dispositif d’évacuation. (5) Tuyaux respiratoires de Bain avec arrivée des gaz frais au niveau de l’embout animal par le tuyau vert interne, élimination des gaz expirés plus stockage des gaz frais entre deux inspirations dans le tuyau transparent annelé. (6) Ballon réservoir. (7) Manomètre mesurant la pression à l’intérieur du circuit respiratoire. (8) Valve de trop-plein. (9) Orifice et tuyau d’évacuation des gaz usés. (9’) Cartouche d’absorption de l’isoflurane. Les composants du circuit réinhalatoire sont barrés.

Abonné au Point Vétérinaire, retrouvez votre revue dans l'application Le Point Vétérinaire.fr