DÉMARCHE DIAGNOSTIQUE FACE À UNE ANÉMIE CENTRALE

Chez les animaux de compagnie, l’anémie est le plus souvent non régénérative [³, ⁴, ⁸, ¹³]. Le diagnostic étiologique, face à une anémie non régénérative, ne nécessite pas toujours la réalisation d’un myélogramme. L’évaluation des indices érythrocytaires, des paramètres biochimiques, voire du métabolisme du fer notamment, peut permettre d’établir le diagnostic.

1. CONFIRMATION DU CARACTÈRE NON RÉGÉNÉRATIF

Le mécanisme d’une anémie non régénérative peut être identifié à l’aide de plusieurs indicateurs comme l’importance de l’anémie, l’évaluation des indices érythrocytaires, la recherche et l’identification d’autre (s) cytopénie (s), ou encore la visualisation sur le frottis sanguin de cellules atypiques. Chez le chat, la plupart des anémies sont non régénératives, y compris les hémo­lytiques à médiation immune en phase initiale.

Réticulocytose

Une anémie non régénérative équivaut à un déficit en hémoglobine (moins de 120 g/l) associé à une « réticulo­cytopénie » persistant au-delà d’une période critique de plusieurs jours. Ainsi, il est admis qu’une réticulo­cytose inférieure à 50 000 réticulocytes/µl chez le chat et à 60 000 réticulocytes/µl chez le chien, depuis plus de cinq à sept jours, confirme l’existence d’une anémie non régénérative [⁹]. L’évaluation du taux de réticulocytes “corrigé” permet de corréler la valeur des réticulocytes à l’importance de l’anémie. La valeur estimée tient compte de l’hématocrite (Ht) de l’animal anémié et rapporte le pourcentage de réticulocytes à la valeur attendue de l’Ht usuel de l’espèce [⁶] : réticulocytose corrigée = réticulocytose réelle × (Ht de l’animal ÷ Ht usuel dans l’espèce). Des valeurs respectivement inférieures à 1 % chez le chien et 0,4 % chez le chat suggèrent l’absence de régénération [⁶]. Par ailleurs, la lecture du frottis sanguin confirme l’absence de polychromatophilie qui évoque habituellement un processus régénératif⁽¹⁾.

Évaluation des indices érythrocytaires et réticulocytaires

L’analyse des indices érythrocytaires permet d’orienter le vétérinaire dans sa démarche (^tableau) [¹⁷].

2. RECHERCHE DES CAUSES EXTRAMÉDULLAIRES

Une évaluation exhaustive est nécessaire lors d’anémie non régénérative afin d’identifier précisément son ou ses mécanismes étiologiques et d’adapter ainsi sa prise en charge.

Importance du bilan inflammatoire

Les anémies dites inflammatoires chroniques sont d’abord normocytaires normochromes, puis microcytaires hypochromes. Très fréquentes chez les animaux de compagnie, elles sont généralement discrètes à modérées, normocytaires et normochromes. Elles succèdent, lors d’atteinte inflammatoire, au relargage de cytokines inflammatoires (principalement interleukines 1 et 6, TNF-α et interféron-β) qui perturbent l’érythropoïèse [¹⁸, ²², ³⁰]. Ces molécules induisent la synthèse hépatique d’une protéine de l’inflammation aiguë, nommée hepcidine. Cette dernière, en se complexant à la ferroportine, entraîne une séquestration du fer dans les entérocytes et les macrophages, induisant alors une carence relative en fer et un « déficit hémique » qui affecte l’hématopoïèse [¹⁶, ¹⁹].

Plusieurs témoins biologiques d’un syndrome inflammatoire peuvent être recherchés. Ce dernier s’accompagne très souvent d’un leucogramme de stress corticoïde : leucocytose neutrophilique discrète à modérée, monocytose, lymphopénie, éosinopénie. Par ailleurs, l’examen du frottis sanguin permet également d’évaluer l’intensité de la “toxicité” des granulocytes neutrophiles, ou leur hypergranulation cytoplasmique qui signe la présence d’un phénomène inflammatoire ou infectieux. Un granulocyte est dit « toxique » lorsqu’il présente des granulations cytoplasmiques basophiles, voire azurophiles, témoignant de l’activation de ses enzymes lysosomiales (photos ¹ et ²). Le protéinogramme peut révéler une hyperglobulinémie, signe d’un processus chronique et organisé datant de plusieurs semaines. L’analyse de l’électrophorèse des protéines sériques peut aussi apporter des informations supplémentaires. En effet, en cas d’hyperglobulinémie, une gamma­pathie monoclonale (un seul pic de globulines) ou polyclonale (une majoration de plusieurs populations de globulines) suggèrent respectivement une origine néoplasique ou inflammatoire/infectieuse. L’évaluation de la protéine C-réactive (CRP) chez le chien et de la substance amyloïde A chez le chat est également intéressante dans un contexte de suspicion d’inflammation aiguë [⁵]. Une hyperfibronogénémie chez le chien présuppose en outre l’existence d’un syndrome inflammatoire potentiellement corrélé à l’état d’anémie inflammatoire [¹¹]. L’indicateur utilisé auparavant, la vitesse de sédimentation des hématies, est remplacé par le recours aux biomarqueurs désormais accessibles [²⁴]. Enfin, les examens d’imagerie médicale sont indispensables à la recherche d’un foyer inflammatoire ou infectieux interne.

Évaluation métabolique et endocrinienne

Une néphropathie chronique évolutive peut régulièrement entraîner une anémie hyporégénérative ou non régénérative par le biais de plusieurs mécanismes : un déficit en érythropoïétine, la vasculopathie et la thrombopathie urémiques qui prédisposent aux pertes sanguines occultes et réduisent la durée de vie des hématies.

Une hypothyroïdie et un hypocorticisme induisent également une anémie non régénérative via plusieurs processus similaires d’origine mixte (baisse de l’érythropoïèse par un déficit quantitatif et qualitatif). Une carence vitaminique (hypovitaminose B6, B9 ou B12) peut être à l’origine d’une anémie non régénérative, mais cela reste rare. Elle occasionne alors un défaut d’érythropoïèse par l’arrêt de la synthèse des purines et celui de la maturation érythroïde intramédullaire.

La présence d’une anémie arégénérative invite ainsi à évaluer les paramètres rénaux, thyroïdiens, électro­lytiques, la cortisolémie, voire la cobalaminémie, dans un contexte clinique évocateur.

3. ÉVALUATION DU MÉTABOLISME DU FER LORS DE CARENCE MARTIALE

Causes et conséquences hématologiques d’une anémie ferriprive

Les anémies ferriprives résultent essentiellement de saignements occultes internes (viscéraux ou cavitaires). Ces derniers sont consécutifs à une parasitose interne (hématophages), une néoplasie viscérale ou une lésion ulcérative, ischémique ou nécrotique. Des saignements cutanéo-muqueux (ectoparasitose massive telle qu’une pulicose ou autre) peuvent aussi entraîner une anémie ferriprive.

Ces anémies sont majoritairement non régénérati­ves et deviennent, à un stade avancé, microcytaires et hypochromes. Elles sont quelquefois accompagnées d’une thrombocytose [¹⁰]. Les indices érythrocytaires et réticulocytaires permettent d’émettre l’hypothèse d’anémie par carence martiale et de suivre le statut hématologique lors de supplémentation en fer. En effet, les automates utilisant la cytométrie en flux, qui identifient les indices réticulocytaires, autorisent ainsi une évaluation plus précise de l’anémie centrale [²³]. Ces indices sont le volume globulaire moyen réticulo­cytaire (VGMR) et la concentration corpusculaire moyenne en hémoglobine réticulocytaire (CCMHR). Ainsi, une chute conjointe du VGMR et de la CCMHR suggère une carence martiale [⁷]. Cette variation serait plus précoce que l’apparition d’une microcytose, d’une hypochromie, et même de l’anémie [²⁰]. Cependant, les variations des indices réticulocytaires ne sont pas patho­gnomoniques, peuvent se manifester lors de microcytoses dues à un shunt hépatique porto-systémique et chez les animaux prédisposés aux microcytoses raciales (akita et shiba inu) et ne sont pas totalement validées chez le chat [⁷]. En outre, lors de la prise en charge d’une anémie ferriprive, la normalisation des indices réticulocytaires intervient avant la résolution de l’anémie, ce qui permet au vétérinaire d’obtenir un témoin précoce de réponse à l’ajustement thérapeutique entrepris [¹⁵].

L’examen du frottis sanguin met en évidence des hématies présentant une pâleur importante (annulocytes), des microcytes et une poïkilocytose (avec acanthocytes, kératocytes et schizocytes).

Examens d’orientation : analyses biochimiques et imagerie médicale

L’urémie plasmatique est souvent majorée lors de saignements digestifs, car la paroi intestinale est endommagée et permet une réabsorption depuis la lumière intestinale. Une panhypoprotéinémie succède parfois aux pertes plasmatiques prolongées. La cause des pertes digestives est investiguée, par ordre d’importance, à l’aide d’une coproscopie (recherche de parasites intestinaux) et d’examens d’imagerie (échographie abdominale en particulier) afin de repérer une potentielle lésion digestive susceptible d’entraîner les saignements. L’évaluation du profil de coagulation aide, dans de rares cas, à établir un diagnostic de coagulopathie à l’origine de saignements internes isolés. Les tests de dépistage de sang occulte dans les selles ou les techniques au chevet du patient pratiqués chez l’homme n’ont pas prouvé leur pertinence en médecine vétérinaire.

Évaluation du métabolisme et de l’homéostasie du fer

Les réserves de fer sont réparties en trois secteurs (^figure) : le fer circulant (1 %), le fer fonctionnel (70 à 75 % dans l’hémoglobine et la myoglobine) et le fer stocké (10 à 15 %). Le fer circulant est principalement lié aux protéines plasmatiques, dont la transferrine. Le fer stocké l’est à 95 % sous la forme de ferritine, une macroprotéine soluble présente dans le plasma et les hépatocytes. Les 5 % restants sont stockés sous la forme d’hémosidérine, une protéine insoluble contenue dans les cellules hépatiques de Küppfer [¹⁴].

L’évaluation de la concentration en fer sérique (ou sidérémie) et de la capacité de fixation du fer (ou total iron binding capacity, TIBC) permet de confirmer l’hypo­thèse d’anémie ferriprive (encadré). Une sidérémie basse n’est pas pathognomonique d’une carence martiale, car elle est retrouvée également lors d’anémie secondaire à un état inflammatoire chronique avec séquestration du fer ou lors de shunt hépatique porto-systémique [²⁰].

L’évaluation de la « ferritinémie » permet de quantifier les stocks de fer, mais elle est peu accessible en médecine vétérinaire à l’heure actuelle [¹⁷]. La ferritine est une protéine « positive » de l’inflammation aiguë qui est classiquement basse lors d’anémie ferriprive et augmentée en cas d’anémie inflammatoire. Cependant, la concentration en ferritine peut être majorée lors d’hépatopathie [²⁰]. Les stocks d’hémosidérine séquestrée dans les macrophages médullaires sont mesurés à l’aide d’une analyse cytologique de la moelle osseuse hématopoïétique, avec l’application d’une coloration dédiée (coloration de Perls). L’hémosidérine peut également être visualisée dans les macrophages hépatiques (cellules de Küppfer) [¹⁴, ²¹].

4. RÔLE CLE DU PRÉLÈVEMENT DE MOELLE OSSEUSE

Indications

La survenue d’une dysérythropoïèse chez le chien invite à rechercher une infection par un hémopathogène vectorisé (maladies ehrlichienne et leishmanienne notamment) via une polymerase chain reaction (sur nœud lymphatique, liquide synovial inflammatoire ou sur moelle osseuse) et une analyse sérologique. En présence de signes cliniques digestifs évocateurs, une parvovirose peut aussi être rapidement recherchée ou, chez le chat, une antigénémie au virus leucémogène félin (FeLV) [²⁵, ²⁶, ²⁸, ²⁹].

L’analyse du prélèvement de moelle osseuse par cytologie (myélogramme) et histopathologie (biopsie de moelle osseuse) est parfois une étape incontournable pour établir le diagnostic étiologique. L’analyse d’un échantillon médullaire permet de confirmer l’existence d’une dysérythropoïèse, mais aussi d’établir un diagnostic alternatif d’hémopathie maligne (comme lors de syndrome myélodysplasique), de diagnostiquer une aplasie érythroïde (primitive ou secondaire à une antigénémie au FeLV chez le chat) ou une anémie hémolytique à médiation immune centrale, dont certaines touchent le précurseur érythroïde le plus immature (nommées pure red cell aplasia, principalement observées chez le chat) [¹]. Dès lors que plusieurs cytopénies (bicytopénie ou pancytopénie) sont objectivées, un prélèvement de moelle osseuse est particulièrement indiqué.

Les syndromes myélodysplasiques correspondent à des affections clonales de la moelle osseuse hématopoïétique primitive (c’est-à-dire néoplasique) qui intéressent une ou plusieurs lignées hématopoïétiques (myélomonocytaire, érythrocytaire ou mégacaryo­cytaire). Ces affections sont à l’origine d’une ou de plusieurs cytopénies sanguines, avec de nombreuses anomalies morphologiques et fonctionnelles des cellules sanguines intervenant en majorité chez des animaux d’âge moyen à avancé. Ces syndromes comprennent trois grandes catégories : les myélodysplasies à prédominance érythroïde (principalement rencontrées chez le chat), les myélodysplasies avec excès de blastes (les plus courantes avec plus de 60 % des cas dans les deux espèces) et les myélodysplasies avec cytopénies réfractaires qui intéressent toutes les lignées myéloïdes (affec­tions rares ne représentant que 5 à 10 % des cas) [¹², ²⁷]. Le nombre de blastes est toujours inférieur à 20 %, contrairement aux leucémies.

Prélèvement de moelle osseuse

Chez le chien, le prélèvement de moelle osseuse peut être effectué au niveau de quatre sites préférentiels (bien que d’autres zones soient possibles) :

• l’épine iliaque dorso-craniale ;

• le grand tubercule de la tête humérale craniale (^{photo 3}) ;

• les jonctions costo-chondrales des 7^e, 8^e ou 9^e côtes ;

• le bord cranial de la première sternèbre.

Le prélèvement est idéalement réalisé à l’aide d’un trocart de Mallarmé ou de Jamshidi, tous deux composés d’une aiguille et d’un mandrin central (^{photos 4a} et ^4b). Chez les animaux de petit gabarit, une aiguille de grand calibre (12 à 18 gauge) peut également être employée. La procédure nécessite une sédation sécurisée et une analgésie locale (lidocaïne en injection sous-cutanée « traçant » le site de prélèvement) ou intraveineuse (morphine). L’opérateur réalise une tonte et une désinfection classique du site. Le trocart est apposé contre la surface osseuse à « traverser » avec une angulation variable selon la zone (environ 45° pour un prélèvement huméral proximal et 30° pour un prélèvement sternal). Les rotations du trocart, en maintenant une pression constante, permettent de passer la corticale et d’atteindre le compartiment médullaire à prélever. Lorsqu’il est atteint, l’opérateur retire le mandrin central et applique plusieurs dépressions (quatre à cinq environ) sur le piston d’une seringue montée sur le trocart en place afin d’aspirer la moelle. Celle-ci doit être immédiatement étalée, avant qu’elle ne coagule (quelques secondes). Le surplus de moelle est conservé au frais dans un tube EDTA en vue des analyses ultérieures (PCR, retrait de grains de moelle pour analyse cytologique à renouveler). Un frottis sanguin, avec la numération formule sanguine, doit être systématiquement soumis au cytologiste, qui réalise la lecture du myélogramme à la lumière des indices épidémio-cliniques et hématologiques dans leur intégralité.

La biopsie médullaire est un acte complémentaire de l’aspiration qui optimise les chances d’établir un diagnostic précis (notamment en cas d’hypoplasie ou d’aplasie médullaire générant des aspirations paucicellulaires à la cytologie). Pour réaliser une biopsie, dès l’implantation du trocart et après le retrait du mandrin, l’opérateur applique de rapides « secousses » latérales sur le trocart en place afin de désolidariser le contenu à l’intérieur de l’aiguille du tissu médullaire. L’opérateur retire ensuite le trocart de l’os et replace progressivement le mandrin qui pousse les tissus contenus à l’intérieur du trocart (^{photo 5}). Ceux-ci sont placés dans un pot contenant du formol pour une éventuelle analyse histopathologique.

• (1) Voir l’article « Caractérisation de la régénération lors d’anémies périphériques » dans ce dossier.

Références

• 1. Black V, Adamantos S, Barfield D. Feline nonregenerative immunemediated anaemia : features and outcome in 15 cases. J. Feline Med. Surg. 2015;18:597602.
• 2. Bohn AA. Diagnosis of disorders of iron metabolism in dogs and cats. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 2013;43:13191330.
• 3. Bouzouraa T, Cadoré JL, Chêne J et coll. Implication, clinical and biological impact of vectorborne haemopathogens in anaemic dogs in France : a prospective study. J. Small Anim. Pract. 2017;58:510518.
• 4. Chervier C, Cadoré JL, RodriguezPineiro MI et coll. Causes of anaemia other than acute blood loss and their clinical significance in dogs. J. Small Anim. Pract. 2012;53:223227.
• 5. Chikazawa S, Dunning MD. A review of anaemia of inflammatory disease in dogs and cats. J. Small Anim. Pract. 2016;57:348353.
• 6. Cowgill ES, Neel JA, Grindem C. Clinical application of reticulocyte counts in dogs and cats. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 2003;33:12231244.
• 7. Fry MM, Kirk CA. Reticulocyte indices in a canine model of nutritional iron deficiency. Vet. Clin. Path. 2006;35:172181.
• 8. Furman E, Leidinger E, Hooijberg EH et coll. A retrospective study of 1098 blood samples with anemia from adult cats : frequency, classification and association with creatinine concentration. J. Vet. Intern. Med. 2014;28:13911397.
• 9. Granat F, Geffré A, BourgèsAbella N et coll. Feline reference intervals for the Sysmex XT2000iV and the ProCyte Dx haematology analysers in EDTA and CTAD blood specimens. J. Feline Med. Surg. 2014;16:473482.
• 10. Hohenhaus AE, Winzelberg SE, Stokol T. Nonregenerative anemia. In : Textbook of veterinary internal medicine. Philadelphia, Elsevier. 2017:838844.
• 11. Jain NC, Kono CS. Erythrocyte sedimentation rate in the dog and cat : comparison of two methods and influence of packed cell volume, temperature and storage of blood. J. Small Anim. Pract. 1975;16:671678.
• 12. Juopperi TA, Bienzle D, Bernreuter DC et coll. Prognostic markers for myeloid neoplasms : a comparative review of the literature and goals for future investigation. Vet. Pathol. 2011;48:182197.
• 13. Korman RM, Hetzel N, Knowles TG et coll. A retrospective study of 180 anaemic cats : features, aetiologies and survival data. J. Feline Med. Surg. 2012;15:8190.
• 14. McCown JL, Specht AJ. Iron homeostasis and disorders in dogs and cats : a review. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 2011;47:151160.
• 15. Naigamwalla DZ, Webb JA, Giger U. Iron deficiency anemia. Can. Vet. J. 2012;53:250256.
• 16. Raj DS. Role of interleukin6 in the anemia of chronic disease. Semin. Arthritis Rheum. 2009;38:382388.
• 17. Rannou B. Anémies non régénératives : établir leur étiologie. Pratique Vét. 2019;54:406408.
• 18. Roy CN. Anemia of inflammation. Hematol. Am. Soc. Hematol. Educ. Prog. 2010:276280.
• 19. Ruchala P, Nemeth E. The pathophysiology and pharmacology of hepcidin. Trends Pharmacol. Sci. 2014;35:155161.
• 20. Schaefer DMW, Stokol T. The utility of reticulo cyte indices in distinguishing iron deficiency anemia from anemia of inflammatory disease, portosystemic shunting, and breedassociated microcytosis in dogs. Vet. Clin. Pathol. 2015;44:109119.
• 21. Simpson KW, Meyer DJ, Boswood A et coll. Iron s tatus and erythrocyte volume in dogs with congenital portosystemic vascular anomalies. J. Vet. Intern. Med. 1997;11:1419.
• 22. Stein BL. The anemia of inflammation. J. Clin. Rheumatol. 2012;18:437442.
• 23. Steinberg JD, Olver CS. Hematologic and biochemical abnormalities indicating iron deficiency are associated with decreased reticulocyte hemoglobin content (CHr) and reticulocyte volume (rMCV) in dogs. Vet. Clin. Pathol. 2005;34:2327.
• 24. Torrente C, Manzanilla EG, Bosch L et coll. Plasma iron, Creactive protein, albumin, and plasma fibrinogen concentrations in dogs with systemic inflammatory response syndrome. J. Vet. Emerg. Crit. Care. 2015;25:611619.
• 25. Weiss DJ. New insights into the physiology and treatment of acquired myelodysplastic syndromes and aplastic pancytopenia. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract. 2003;33:131134.
• 26. Weiss DJ. Recognition and classification of dysmyelopoiesis in the dog : a review. J. Vet. Intern. Med. 2005;19:147154.
• 27. Weiss DJ. Myelodysplastic syndromes. In : Schalm’s veterinary hematology. 6th edition. Ames, Blackwell Publishing. 2010:467474.
• 28. Weiss DJ, Aird B. Cytologic evaluation of primary and secondary myelodysplastic syndromes in the dog. Vet. Clin. Pathol. 2001;30:6775.
• 29. Weiss DJ, Smith SA. Primary myelodysplastic syndromes of dogs : a report of 12 cases. J. Vet. Intern. Med. 2001;14:491494.
• 30. Weiss G, Goodnough LT. Anemia of chronic disease. N. Engl. J. Med. 2005;352:10111023.