Détecter et contrôler l’herpèsvirose caprine

Les connaissances sur l’herpèsvirose caprine ont considérablement évolué au cours des dernières années. Des outils de diagnostic et de protection mieux adaptés facilitent désormais le contrôle de cette infection fortement prévalente dans les régions méditerranéennes, dont la Corse-du-Sud identifiée depuis peu⁽¹⁾.

Étape 1 : suspecter une infection à CpHV-1

Une vulvovaginite et une balanoposthite chez les adultes, des avortements durant la seconde moitié de la gestation et une mortalité chez les chevreaux sont les signes d’une infection par l’herpèsvirus caprin 1 (CpHV-1). Ces troubles peuvent être observés simultanément. Les infections subcliniques sont fréquentes.

1. Chez le chevreau

Chez les chevreaux âgés d’une à deux semaines, une forme généralisée est notée, avec une faiblesse progressive, une hyperthermie, une douleur abdominale, une cyanose et une tachycardie. Le contenu intestinal est liquide à la percussion et à la palpation. Après manipulation, l’animal émet des fèces aqueuses, jaunes et striées de sang, sans vraie diarrhée.

À l’examen de la tête de l’animal, une conjonctivite, un jetage nasal séreux à purulent, des ulcères des septa nasaux et des érosions de la cavité buccale sont mis en évidence.

Des lésions ulcéreuses sur la peau et les pieds peuvent être présentes quatre jours après l’infection. La mort survient en un à cinq jours, précédée d’un état comateux. Certains chevreaux survivent et guérissent, tandis que d’autres meurent quelque deux mois plus tard dans un état de faiblesse.

À l’autopsie, le myocarde est œdémateux. Des lésions inflammatoires et nécrotiques de la muqueuse, parfois hémorragiques, sont réparties sur l’ensemble du tractus digestif (). Une pneumonie interstitielle non purulente est observée.

2. Chez l’adulte

Forme génitale

Chez la chèvre, les signes cliniques évoquent la vulvovaginite infectieuse pustuleuse due à l’herpèsvirus bovin 1 (BoHV-1). Une hyperémie, des pétéchies et un œdème sont mis en évidence sur les muqueuses de la vulve et du vagin (). De nombreuses papules et vésicules fusionnent pour former des ulcères. Les lésions disparaissent en quatre à six jours.

Chez le bouc, des lésions similaires du pénis et du prépuce sont observées.

Avortements

Les avortements surviennent durant la seconde moitié de la gestation, la plupart peu avant la parturition. Ils ne sont pas précédés de signes avant-coureurs.

Les fœtus avortés ne présentent pas de lésions macroscopiques. Toutefois, une nécrose multifocale est décelée par un examen histopathologique du foie, des poumons et de la rate. Des hémorragies sont parfois notées dans le poumon. Des exsudats sanguinolents peuvent être retrouvés dans les cavités corporelles.

Forme respiratoire

Une pneumonie aiguë, associée au CpHV-1 et à Mannheimia haemolytica, a été décrite chez la chèvre adulte, mais elle est très rarement observée.

L’hépatisation rouge est localisée aux lobes cranio-ventraux du poumon. Elle s’accompagne parfois d’une exsudation pleurale fibrineuse.

Étape 2 : confirmer une suspicion

Lorsqu’une chèvrerie est confrontée aux troubles cliniques exposés ci-dessus, il convient de démontrer la présence du CpHV-1 à partir de prélèvements effectués chez l’animal vivant ou mort, en réalisant un diagnostic virologique ou sérologique. En effet, le diagnostic différentiel de l’infection par le CpHV-1 est large (encadré 1)

1. Diagnostic virologique

• L’utilisation de méthodes fondées sur l’isolement viral ou la détection de l’ADN viral permet la mise en évidence directe du virus, donc un diagnostic précis.

• Un isolement viral sur une culture de cellules primaires bovines, caprines ou ovines requiert un écouvillonnage profond dans les cavités nasales et l’organe génital, lequel est conservé dans un milieu contenant des antibiotiques tels que de la pénicilline et de la streptomycine pour prévenir les contaminations bactériennes ultérieures. Par la suite, le virus isolé est identifié et caractérisé grâce à l’analyse de l’ADN viral par des enzymes de restriction. L’antigène viral peut également être identifié par immunofluorescence utilisant des anticorps monoclonaux spécifiques au CpHV-1. Cependant, ces procédures sont généralement lourdes à mettre en œuvre au sein du laboratoire de diagnostic. Une analyse par PCR (polymerase chain reaction) est préférable, car plus rapide et plus performante.

• L’ADN viral est détecté par amplification en chaîne de l’ADN (PCR). Des méthodes de PCR développées pour identifier spécifiquement le CpHV-1 sont capables de le différencier des autres alphaherpèsvirus de ruminants apparentés. Une autre technique PCR utilise des paires d’amorces qui détectent un alphaherpèsvirus de ruminants et le distinguent des virus apparentés à l’aide d’enzymes de restriction. Récemment, une PCR en temps réel fondée sur la détection du gène codant pour la glycoprotéine C a été développée [¹]. Cette méthode permet de détecter et de quantifier l’ADN viral du CpHV-1 dans les prélèvements biologiques des chèvres infectées. Elle a été validée sur des écouvillons génitaux et de nombreux échantillons de tissus prélevés chez des chèvres naturellement ou expérimentalement infectées. De plus, l’emploi de sondes spécifiques fluorescentes en PCR temps réel permet d’augmenter la sensibilité et la spécificité de la détection par rapport à une PCR classique et apparaît donc comme un outil de choix au sein du laboratoire de diagnostic.

• Chez l’animal adulte, le virus est recherché dans les écouvillons nasaux, vaginaux ou préputiaux. En cas d’avortement, il est isolé du placenta ou des organes profonds du fœtus. Les prélèvements d’intestin, de rate, de poumon, de foie, de moelle osseuse et de sang sont utilisés pour le diagnostic virologique chez le chevreau suspect d’être atteint.

2. Diagnostic sérologique

• L’interprétation des résultats sérologiques s’appuie sur la connaissance de la réponse immune, mais celle-ci est encore parcellaire pour CpHV-1⁽¹⁾.

• Jusqu’à présent, le diagnostic sérologique ou indirect spécifique du CpHV-1 était rendu difficile par la similarité antigénique avec les autres alphaherpèsvirus de ruminants, et notamment le BoHV-1. Ces virus réagissent de manière croisée en séroneutralisation et en Elisa. Une enquête a toutefois révélé que l’infection d’une chèvre par le BoHV-1 ne semble pas se produire en France.

• Récemment, deux Elisa de blocage envers les glycoprotéines B (gB) et E (gE), commercialisés pour le diagnostic de la rhinotrachéite infectieuse bovine (IBR), ont été évalués pour celui du CpHV-1 (). Le test IBR gB détecte une infection à CpHV-1 chez la chèvre avec une spécificité de 100 % et une sensibilité de 93,5 %. En revanche, la tentative de discrimination vis-à-vis de l’IBR avec le test IBR gE a montré ses limites : 22,6 % des sérums détectés gB-positifs s’étant révélés gE-positifs lors de cette étude. Dans ce cas, une séroneutralisation croisée permet d’identifier l’infection, les sérums de chèvres infectées avec le CpHV-1 neutralisant plus efficacement le CpHV-1 que le BoHV-1. Le test de séroneutralisation reste utile car il permet d’identifier les séroconversions, mais il n’est pas applicable en routine et il est réservé au diagnostic de confirmation [¹⁰].

• Un Elisa de blocage contre le CpHV-1 a également été réalisé en utilisant un anticorps spécifique de la glycoprotéine B du CpHV-1. Ce test détecte les anticorps anti-CpHV-1 de manière similaire à l’examen IBR gB, mais, comme ce dernier, il ne permet aucune discrimination entre les deux virus. Il n’est donc pas commercialisé.

Étape 3 : mettre en place des mesures de contrôle de la maladie

1. Vaccination

• Un vaccin inactivé contre le CpHV-1 a été développé. Il démontre une bonne immunogénicité lorsqu’il est injecté par voie sous-cutanée ou déposé sur la muqueuse vaginale. Il n’est pas commercialisé car l’industrie du médicament vétérinaire ne s’intéresse pas au développement d’un vaccin protégeant la chèvre, qualifiée d’espèce mineure. Il convient alors d’avoir recours à la vaccination hétérologue, selon le principe de l’utilisation des médicaments vétérinaires par la cascade [9].

• Comme le BoHV-1 et le CpHV-1 sont antigéniquement et génétiquement apparentés, un vaccin vivant atténué porteur d’une délétion dans le gène codant la gE du BoHV-1 (BoHV-1 gE-négatif) a été évalué pour protéger la chèvre contre l’infection à CpHV-1 (). L'innocuité et l’efficacité du vaccin ont été évaluées contre les infections nasale et génitale. Une efficacité partielle contre l’infection nasale par le CpHV-1 a été observée. De plus, l’administration intranasale de ce vaccin vivant atténué a induit une protection clinique efficace et une diminution significative de l’excrétion virale chez les chèvres infectées par le CpHV-1 par voie génitale qui est la voie naturelle d’infection () [⁸].

• La vaccination dans le cadre de la prévention de l’avortement concerne la chèvre avant la saillie. Le protocole idéal consisterait en une primovaccination réalisée durant la première année de vie, suivie d’une injection de rappel avant la gestation. L’administration intranasale d’un vaccin vivant est particulièrement indiquée pour la primovaccination. Ce type de vaccin induit une immunité peu de jours après la vaccination. De plus, l’immunité conférée par les vaccins vivants est large, et inclut les réponses immunes cellulaire, humorale et muqueuse. En revanche, les vaccins inactivés seraient les mieux adaptés pour les rappels, car ils induisent une forte immunité humorale, indispensable pour contrôler la virémie et le passage transplacentaire du virus.

Le caractère gE-négatif d’un vaccin n’apporte aucune information sur le statut de la chèvre, contrairement à la différenciation (baptisée “Diva”) observée entre des bovins vaccinés et infectés par le BoHV-1.

L'indication majeure de la vaccination reste la prévention de l’infection du fœtus [9].

2. Prophylaxie sanitaire

• En l’absence de vaccination, le contrôle de l’infection par le CpHV-1 est assuré dans une chèvrerie par des mesures exclusivement hygiéniques. Les animaux infectés de manière latente sont identifiés par un test sérologique positif et séparés du groupe séronégatif, ou plus efficacement éliminés du troupeau (encadré 2). Un troupeau est maintenu séronégatif en achetant uniquement des animaux séronégatifs et en utilisant seulement des boucs séronégatifs pour la saillie. Il convient d’être particulièrement attentif aux chèvres postparturientes séropositives, susceptibles d’excréter de grandes quantités de virus de manière prolongée dans les exsudats utérins lors de métrite. Les mesures de contrôle doivent surtout prendre en compte la transmission directe du virus par voie génitale et prévenir les contacts directs entre animaux séropositifs et séronégatifs.

• Lorsqu’un troupeau séropositif présente des cas de maladie généralisée chez les chevreaux, la dissémination du virus peut être maîtrisée par la désinfection des locaux et l’isolement des chèvres gestantes avant la mise bas. Les mères et les chevreaux sont placés à l’écart du troupeau. Les mesures d’éradication de l’infection au sein d’une chèvrerie suit étroitement celles qui sont préconisées pour l’IBR, c’est-à-dire l’élimination préférentielle des animaux séropositifs et le contrôle sérologique à l’introduction.

3. Traitement antiviral

Chez la chèvre, l’activité d’un composé antiviral, le cidofovir (Gilead Sciences), a été évaluée contre l’infection génitale par le CpHV-1. L'application vaginale de cette molécule pendant cinq jours consécutifs avant l’infection prévient le développement de signes cliniques et réduit significativement le titre et la durée de l’excrétion virale. Son efficacité a été appréciée seulement contre l’infection primaire, mais le cidofovir pourrait aussi exercer son activité antivirale lors des épisodes de réactivation [⁴].

4. Protection conférée par l’infection naturelle

Une infection expérimentale par le CpHV-1 par voie intranasale induit une protection clinique contre l’infection génitale de la chèvre. L’infection naturelle est donc capable d’induire une immunité protectrice efficace. Dans ce contexte, l’infection nasale induirait une réponse immune chez la chèvre gravide et protégerait le fœtus. Cette hypothèse n’a pas été confirmée et la durée d’immunité n’est pas connue. De plus, la muqueuse nasale ne semble pas être le site principal d’entrée du CpHV-1, contrairement à la muqueuse génitale, l’infection étant principalement vénérienne dans les conditions naturelles.

Ainsi, les outils de diagnostic et de protection développés permettent de limiter la circulation du CpHV-1 dans la population caprine et les répercussions économiques dues à cette infection au sein des chèvreries.

• (1) Voir les articles “Un proche parent du virus de l’IBR circule chez les caprins corses” et “Herpèsvirose caprine et faux positifs en IBR ?”, des mêmes auteurs et de C. Chartier, dans ce numéro.

Références

• 1 - Elia G, Tarsitano E, Camero M, Bellacicco AL, Buonavoglia D, Campolo M, Decaro N, Thiry J, Tempesta M. Development of a real-time PCR for the detection and quantitation of caprine herpesvirus 1 in goats. J. Virol. Methods. 2008;148:155-160.
• 4 - Tempesta M, Camero M, Bellacicco AL, Tarsitano E, Crescenzo g, Thiry J, Martella V, Decaro N, Elia g, Neyts J, Thiry E, Buonavoglia C. Potent inhibition of genital herpesvirus infection in goats by cidofovir. Antivir. Ther. 2007;12:277-279.
• 5 - Thiry E. Virologie clinique des ruminants. 2^e éd. Éd. du Point Vétérinaire, Rueil-Malmaison. 2007:301p.
• 8 - Thiry J, Tempesta M, Camero M, Tarsitano E, Muylkens B, Meurens F, Thiry E, Buonavoglia C. Clinical protection against caprine herpesvirus 1 genital infection by intranasal administration of a live attenuated glycoprotein E negative bovine herpesvirus 1 vaccine. BMC Vet. Res. 2007;3:33.
• 10 - Thiry J, Saegerman C, Chartier C, Mercier P, Keuser V, Thiry E. Serological evidence of caprine herpesvirus 1 infection in Mediterranean France. Vet. Microbiol. 2008;128:261-268.