Un cas de mégabactériose en élevage de perruches

Sixperruchesnonsevréesen provenance d’un élevage dans lequel des cas de mortalité au nid ont été observés sont introduites dans un élevage de 17 perruches ondulées (Melopsittacus undulatus) (^{PHOTO 1}).

Cas clinique

1. Commémoratifs

Mlle B., éleveuse de perruches ondulées depuis 2001, possède treize perruches ondulées, dont quatre couples. L’été 2004, elle fait l’acquisition de deux couples de conures à joues vertes (Pyrrhura molinae) pour étendre son élevage. Les oiseaux sont nourris avec des mélanges de graines Premium® pour perruches. Des sources de minéraux sont à disposition (os de seiche, blocs minéraux). Des cures de vitamines sont réalisées à intervalles réguliers : Psittatonic® une fois par semaine et tous les deux jours en période de reproduction, et Océmue® lors de la mue. Elle met régulièrement à disposition des fruits, des légumes et des biscottes. L’ensemble de l’élevage est vermifugé avec de l’Océverm® à deux reprises à quinze jours d’intervalle tous les ans.

Les perruches ondulées sont maintenues en volière commune et chaque couple est mis en cage séparée lors de la reproduction. Les fonds de cage sont recouverts de copeaux de bois, mélangés à une faible quantité de sable anisé. Les cages sont nettoyées toutes les semaines.

Un couple réalise au maximum deux couvées par an. Les petits sont souvent retirés du nid à l’âge de huit jours pour être élevés à la main. Ils sont alors nourris à la seringue, avec de la pâtée de nourrissage Nutribird® A21 (^{PHOTO 2}).

L’éleveuse ramène parfois de jeunes oisillons non sevrés en provenance d’autres élevages pour les élever à la main dans son élevage.

2. Anamnèse

Entre septembre et novembre 2004, Mlle B. fait entrer dans son élevage six perruches ondulées, non sevrées, âgées de 8 à 25 jours, en prove­nance d’un autre élevage dans lequel des cas de mortalité au nid ont été observés. Aucune quarantaine n’est réalisée à l’entrée de ces oisillons dans l’élevage.

Sur les six oisillons, deux sont sevrés sans problème, l’un meurt subitement avant le sevrage. Les trois autres présentent une forte diarrhée avec de l’anorexie et un amaigrissement à l’âge d’un mois. Quatre oisillons de l’élevage ont été en contact direct avec eux et présentent les mêmes symptômes. Les animaux malades sont gavés, vermifugés et traités à l’initiative de l’éleveuse avec du Baytril® 10 % solution buvable pour volaille (15 ml/kg deux fois par jour par voie orale pendant sept jours) ou de la Mycolicine® (100 mg/kg deux fois par jour par voie orale pendant sept jours), sans amélioration. Les oiseaux atteints sont morts une à deux semaines après le début des symptômes.

Début décembre 2004, Mlle B. présente en consultation un jeune oisillon âgé de six semaines, malade depuis deux semaines et en état de cachexie avancée. L’éleveuse demande son euthanasie pour raison médicale et souhaite que des examens complémentaires soient réalisés afin de déterminer la nature de l’affection en cause.

3. Hypothèses diagnostiques

L’introduction d’animaux au statut sanitaire incertain a conduit à une mort subite et à des diarrhées subaiguës avec anorexie et amaigrissement qui ont affecté certains des oiseaux introduits et des jeunes de l’élevage en contact avec eux.

Une origine infectieuse est fortement suspectée. Les agents infectieux à considérer en premier lieu dans le cas de mortalité chez des jeunes psittacidés en nurserie avant sevrage sont : le polyomavirus aviaire, le circovirus agent de la PFBD (Psittacine Beak and Feather Disease ou maladie du bec et des plumes) et Chlamydophila psittaci agent de la chlamydiose.

Parmi ces agents, seuls le polyomavirus et Chlamydophila psittaci sont à l’origine de diarrhées. Les autres agents infectieux à l’origine de diarrhées chez les oiseaux sont des bactéries Gram – (Escherichia coli, Enterobacter sp., Klebsiella sp., Salmonella sp., etc.), des levures (Candida, “Mégabactéries” ou Macro­rhabdus ornithogaster) et des parasites (Giardia sp., Cryptococcus sp., Coccidia sp., les ténias, des nématodes, etc.) [¹].

Les traitements antibactériens n’ayant pas entraîné d’amélioration clinique, les hypothèses d’origine virale, fongique ou parasitaire sont privilégiées, même si une origine bactérienne ne peut être totalement écartée.

Les hypothèses diagnostiques retenues sont d’abord la polyomavirose, la mégabactériose et la candidose, puis en deuxième intention une protozoose ou une helminthose.

4. Examens complémentaires

L’autopsie du jeune oiseau euthanasié est réalisée et des prélèvements pour analyses histologiques, cytologiques et pour des tests PCR sont effectués.

• L’examen nécropsique montre une mauvaise qualité de plumage, une zone cloacale souillée par des matières fécales et une cachexie sévère. Aucune hémorragie sous-cutanée n’est observée et le foie ne présente pas de lésion macroscopique. Or, les lésions du foie et les hémorragies sous-cutanées sont caractéristiques d’une infection par le polyomavirus. L’ensemble du tube digestif, notamment le proventricule, est dilaté par du gaz. Son contenu est très liquide.

• Une cytologie du contenu digestif révèle la présence d’un grand nombre d’organismes en forme de bâtonnets de grande taille (^{PHOTO 3}).

• L’examen histologique des prélèvements de foie et de tube digestif colorés à l’hématoxyline-éosine est réalisé. Un foyer de calcification est présent dans le foie sans autre lésion. Aucune lésion n’est visible sur le pancréas et la muqueuse du proventricule est ulcérée, mettant à nu la lamina propria et les glandes de la sous-muqueuse. La lumière est occupée par un exsudat fibrino-nécrotique dans lequel prolifèrent des chaînettes de longs organismes en bâtons, qui ressemblent à de grandes bactéries, disposés perpendiculairement à la paroi et qui forment une véritable palissade. Cette inflammation s’estompe vers le duodénum pour ne laisser subsister que l’exsudat et les organismes. Le reste du tube digestif ne montre aucune lésion.

L’examen met en évidence une inflammation superficielle du proventricule associée à la présence de bactéries en longs bâtonnets.

Le micro-organisme observé présente une forme de bâtonnet, long de 20 à 30 µm. Une recoloration sur lame révèle qu’il est PAS positif et faiblement Gram + (^{PHOTO 4}). Ces caractéristiques correspondent à celles des “mégabactéries” ou Macrorhabdus ornithogaster [⁸].

5. Diagnostic

Aucun élément évocateur de polyomavirose n’a pu être mis en évidence à l’autopsie (pétéchies au niveau du tube digestif, hémorragies hépatiques, etc.). Le test PCR n’est donc pas demandé.

Aucune Candida n’est observée à la cytologie du contenu digestif.

La présence de signes cliniques évocateurs de “mégabactériose” : diarrhée, amaigrissement chez des perruches ondulées, ainsi que d’un grand nombre de “mégabactéries” dans le contenu digestif et dans le proventricule de l’animal autopsié, conduit à considérer la mégabactériose comme la principale hypothèse diagnostique dans ce cas.

6. Évolution et traitement

Début 2005, un jeune oisillon sevré de trois mois, né dans l’élevage, présente une diarrhée marquée, avec de l’anorexie et un amaigrissement. Suite au diagnostic de “mégabactériose” précédemment établi, un traitement antifongique est immédiatement mis en place : amphotéricine B⁽¹⁾ (Fungizone®) à la dose de 5 mg/kg par voie orale deux fois par jour, pendant dix jours, par gavage. Au cours du traitement, cet oiseau présente des symptômes locomoteurs avec parésie d’un membre postérieur. Le traitement conduit à la rémission des symptômes. L’éleveuse note également qu’une femelle reproductrice, qui vient d’achever l’élevage d’une couvée, présente un état d’amaigrissement inquiétant. Elle reçoit le traitement trop tardivement et meurt avant qu’il ne soit achevé. Il n’a pas été possible de réaliser l’autopsie.

Un traitement de l’ensemble des oiseaux de l’élevage est alors instauré avec de l’amphotéricine B⁽¹⁾ (Fungizone®) à la posologie de 10 g/l d’eau de boisson pendant 22 jours.

Un effort d’hygiène est recommandé, avec un nettoyage puis une désinfection quotidiens des mangeoires et des abreuvoirs et bihebdomadaires pour les volières. Une diminution de la densité des oiseaux dans les volières est également conseillée.

Aucune mortalité n’a été observée depuis, mais par choix de l’éleveuse, aucune reproduction n’a été planifiée chez les perruches ondulées jusqu’à présent. En revanche, une couvée de conures à joues vertes a été menée à terme sans incident.

Malgré le traitement de l’ensemble de l’élevage, il n’est pas possible d’affirmer que l’agent pathogène a été éradiqué. La persistance de porteurs asymptomatiques est possible. L’inquiétude de l’éleveuse porte actuellement sur la contamination éventuelle des autres espèces élevées. Il lui a été conseillé de ne pas mélanger les perruches ondulées avec les autres espèces.

Discussion

1. Agent pathogène

Les “mégabactéries” ont été décrites pour la première fois au début des années 1980 en Europe [¹¹]. Depuis, leur nature et leur rôle pathogène ont été controversés. Selon les auteurs, elles ont été considérées comme des bactéries ou des levures et comme des agents pathogènes primaires ou secondaires [⁸].

Cet organisme eucaryote, de grande taille (20 à 80 µm de long), en bâtonnet, Gram +, Pas positif et acidophile, a été initialement découvert dans le proventricule de perruches ondulées atteintes d’un syndrome d’amaigrissement chronique, caractérisé par une grande morbidité et une faible mortalité [⁸].

Récemment, cet organisme a été classé parmi les levures ascomycètes et sa nomenclature a été modifiée en conséquence : il est maintenant dénommé Macrorhabdus ornithogaster [a].

Son rôle pathogène reste ambigu à l’heure actuelle : de nombreux oiseaux sans aucun symptôme peuvent excréter des “mégabactéries” dans leurs fèces. La nature opportuniste de cet agent est donc discutée.

2. Épidémiologie

Les “mégabactéries” se développent dans le proventricule des oiseaux. Les espèces touchées sont des psittacidés (principalement les perruches ondulées, les autres espèces étant affectées de façon sporadique), des passereaux (canaris : Serinus serinus, des verdiers : Carduelis chloris, des chardonnerets : Carduelis carduelis), mais également des galliformes et des autruches [², ⁸, ¹⁰].

Des organismes, isolés dans le proventricule de perruches ondulées et retrouvés par la suite au niveau de l’appareil respiratoire d’un chat et d’un chien et responsables de symptômes après inoculation chez la souris, ont été identifiés à tort comme étant des “mégabactéries” [⁹]. Cela a conduit à la conclusion erronée que les “mégabactéries” pouvaient infecter les mammifères [⁵, ⁷, ¹⁰].

Une incidence croissante des cas de mégabactériose est observée. Cette affection est actuellement considérée comme une maladie potentiellement émergente [²]. Ainsi, parmi les perruches ondulées mortes autopsiées par le Dr. J.R. Baker au Royaume-Uni de 1984 à 1995, la prévalence des “mégabactérioses” a augmenté de façon continue de 0 à plus de 18 % [³].

3. Pathogénie

La pathogénicité de cet organisme varie en fonction de l’espèce infectée. Des poules porteuses de Macrorhabdus ornithogaster ne montrent aucune lésion du tractus digestif, ce qui suggère que cet agent ne serait pas pathogène dans cette espèce [⁸].

La plupart des perruches ondulées et des canaris infectés ont des lésions gastro-intestinales associées à un processus pathologique multifactoriel. De nombreux facteurs contribuent à la pathogénicité de l’organisme comme l’âge, l’espèce, le statut nutritionnel, le statut immunitaire et la présence d’une infection concomitante (des pertes importantes ont ainsi été rapportées dans des élevages infectés en parallèle par Encephalitozoon hellem [⁸] ou par des Trichomonas sp. [²]).

4. Symptômes

Cette affection est le plus souvent chronique. Des régurgitations (contenant ou non du sang) peuvent être rapportées par le propriétaire, ainsi qu’une polyphagie apparente. Les signes cliniques principaux sont : une dépression, un plumage ébouriffé, une perte de poids, du méléna et de la diarrhée (les fèces peuvent contenir des graines non digérées). Des cas de mort subite peuvent aussi être observés.

Des symptômes nerveux ont également été rapportés chez des canaris : convulsions, nervosité, ataxie, amaurose, ainsi que des symptômes locomoteurs avec parésie des pattes [¹¹].

La polyphagie n’est qu’apparente car l’oiseau est en réalité anorexique. Il passe la plupart de son temps près de sa mangeoire à retirer l’enveloppe de graines qu’il réduit ensuite en poudre sans les consommer. Le jabot est vide à la palpation [²]. Ces symptômes sont non spécifiques et traduisent une douleur dans la sphère digestive. Ils n’ont pas été observés dans le cas présenté ici car les animaux malades étaient des jeunes non sevrés, encore alimentés à la seringue avec une pâtée de nourrissage industrielle spécifiquement formulée pour cet usage. L’oiseau refusait simplement la seringue.

5. Diagnostic

Le diagnostic est difficile, en particulier en raison de l’incertitude sur le rôle pathogène de cet organisme. Pour compliquer encore les choses, certains animaux atteints cliniquement n’excrètent que très peu d’organismes dans leurs fèces ou dans leur jabot et des animaux asymptomatiques excrètent des “mégabactéries”. Ainsi la mise en évidence de “mégabactéries” sans symptômes cliniques évocateurs ne permet pas le diagnostic. Le diagnostic différentiel doit en outre exclure une candidose et une maladie de la dilatation du proventricule chez le perroquet.

Dans le cas décrit, l’hypothèse de l’existence d’un agent pathogène primaire, qui aurait permis l’expression de la “mégabactériose” et qui n’aurait pas été mis en évidence à l’autopsie de l’animal euthanasié, ne peut être écartée. En cas de résurgence de l’affection, des examens complémentaires plus poussés devront être menés pour infirmer ou non cette hypothèse.

Macrorhabdus ornithogaster peut en outre être de taille et de forme variables et des débris végétaux et des artefacts peuvent être à l’origine d’erreurs de diagnostic.

• La méthode diagnostique de choix est l’observation microscopique de fèces, du produit d’une régurgitation ou d’un lavage du jabot, additionnés de quelques gouttes de sérum physiologique ou d’eau, sous lamelle.

Les colorations utilisables en clinique sont les colorations rapides classiques ou la coloration de Gram. Elles peuvent cependant être à l’origine de faux positifs en colorant des débris ou des artefacts qui ressemblent alors à des “mégabactéries”, ou de faux négatifs si la coloration a conduit à un lavage de la lame. L’ajout d’une goutte de lugol sur la lame peut être une option intéressante, car il est absorbé par Macrorhabdus ornithogaster et colore ces micro-organismes.

• La radiographie avec ou sans produit de contraste permet de mettre en évidence la dilatation du proventricule, mais la lecture du cliché nécessite une certaine expérience, en particulier chez des oiseaux de petite taille comme les perruches ondulées [⁸].

• Le diagnostic nécropsique fait appel à la réalisation d’une autopsie minutieuse : une cachexie et un proventricule dilaté, dont la muqueuse est ulcérée et recouverte d’un mucus blanchâtre, sont observés.

• L’examen cytologique du contenu du proventricule permet de mettre en évidence la présence des “mégabactéries”.

• L’examen histologique du ventricule et du proventricule est la méthode diagnostique de choix post-mortem [²]. Il permet en effet d’observer les “mégabactéries” ainsi que les lésions associées à leur présence. Les organismes sont présents en grand nombre, organisés en “palissade” sur la surface de la muqueuse, jusque dans les glandes de la lamina propria dans les cas les plus sévères. Une inflammation minimale est associée à l’infection [⁸].

• Le diagnostic dépend de la concordance entre l’anamnèse, l’examen clinique et l’observation au microscope des fèces ou du contenu du jabot prélevé par écouvillon. Les commémoratifs doivent être étudiés avec attention pour mettre en évidence l’association avec un stress (mue, reproduction, surpopulation) ou avec l’exposition à un individu de statut sanitaire incertain, ou avec un traitement antibiotique ou immunodépresseur [²].

6. Traitement

Chez les psittacidés, l’amphotéricine B⁽¹⁾ est la molécule de choix, mais elle doit être administrée de préférence par gavage. La nystatine⁽¹⁾ a été utilisée avec succès chez des canaris. Elle peut aussi être utilisée en association avec l’amphotéricine B⁽¹⁾ pour le traitement d’oiseaux très atteints [²].

La posologie recommandée varie en fonction des auteurs : amphotéricine B⁽¹⁾ (Fungizone®) par voie orale 5 à 100 mg/kg, deux fois par jour pendant dix à trente jours, associée ou non à de la nystatine⁽¹⁾ (Mycostatine®) à 300 000 UI/kg [², ⁵].

Si l’effectif est important, il est possible de traiter l’eau de boisson avec de l’amphotéricine B⁽¹⁾ à la dose de 1 g par litre [⁴], voire 10 g par litre, pendant 10 à 22 jours [⁶].

D’autres antifongiques, tels le kétoconazole⁽²⁾, l’itraconazole⁽²⁾ ou encore la terbinafine⁽¹⁾, ont été testés sans résultats probants chez les perruches ondulées et chez les passereaux [²].

L’acidification de l’eau de boisson a été longtemps proposée comme une méthode de traitement car certaines études ont mis en relation la présence des “mégabactéries” avec l’augmentation du pH dans le proventricule. D’autres études plus récentes contredisent ce point et l’inefficacité de l’acidification de l’eau a été mise en évidence dernièrement [²].

7. Prévention

Ce cas clinique rappelle l’intérêt de la mise en place d’une quarantaine en élevage. Dans le cas décrit, une quarantaine passive de trente jours aurait permis la manifestation des symptômes chez les oiseaux introduits avant qu’ils n’aient été mis en contact avec ceux de l’élevage. Dans le cadre d’une quarantaine active, un examen coproscopique sur tout animal entrant peut permettre de détecter des porteurs asymptomatiques. Certains préconisent même un examen coproscopique par jour pendant cinq jours consécutifs afin de limiter le nombre de faux négatifs [²].

Il est également conseillé de ne pas mélanger des oiseaux d’autres espèces avec des perruches ondulées, des verdiers ou des chardonnerets. Chez les perruches ondulées dites “anglaises”, quelques lignées présenteraient une immunité vis-à-vis des “mégabactéries”. Une sélection pourrait ainsi être intéressante, même si ces lignées manquent souvent de qualités morphologiques pour les concours.

Il convient également de limiter au minimum les facteurs de stress et d’améliorer les conditions de détention.

Il a été montré que l’administration de Lactobacillus sp. par gavage chez les perruches ondulées est à l’origine d’un arrêt de l’excrétion de “mégabactéries” [⁹]. L’utilisation de probiotiques, comme l’Océproven®, pourrait donc apporter un réel bénéfice dans la prévention de la mégabactériose sans toutefois la traiter.

Un traitement antifongique collectif n’est pas recommandé en prévention car la disparition totale de l’agent pathogène n’est pas assurée malgré le traitement. Une thérapie antifongique permet de contrôler l’infection sans l’éradiquer [²].

Dans le cas présenté, un diagnostic étiologique plus précoce aurait probablement conduit à un meilleur pronostic pour l’élevage. Cet exemple illustre les conséquences parfois désastreuses de l’automédication, pratique pourtant fréquente en élevage. La mégabactériose est une maladie encore mal connue dont l’incidence clinique pourrait augmenter et qu’il convient d’inclure dans le diagnostic différentiel de cas d’amaigrissement chronique avec diarrhée, accompagnés de régurgitation, d’anorexie ou de polyphagie apparente chez des perruches ondulées ou d’autres oiseaux.

• (1) Médicament à usagehumain.

• (2) Médicament vétérinaire hors RCP.

• 1 - Altman RB, Clubb SL, Dorrestein GM et coll. Avian Medicine and Surgery. WB Saunders Company, Philadelphia. 1997 : 1070p.
• 2 - Antinoff N, Speer B, Phalen D, et coll. Diagnosis and Treatment Options for Megabacteria (Macrorhabdus ornithogaster). J. Avian Med. Surg. 2004 ; 18(3) : 189-195.
• 3 - Baker JR. Causes of mortality and morbidity in exhibition budgerigar in the United Kingdom. Vet. Rec. 1996 ; 139 : 156-162.
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• 7 - Huchzermeyer F, Henton MM. Megabacteria in mammals. Vet. Rec. 2000 ; 146 : 768.
• 8 - Langlois I. The anatomy, physiology, and diseases of the avian proventriculus and ventriculus. Vet. Clin. Exot. Anim. 2003 ; 6 : 85-111.
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