Protocoles de vermifugation des chevaux

Les symptômes les plus évidents d’infestation parasitaire digestive chez les chevaux sont une altération de l’état général, avec un poil terne et piqué, une diminution de l’appétit, des coliques chroniques, de l’anémie, des diarrhées (parfois en alternance avec de la constipation), des troubles de la croissance chez les jeunes et quelquefois des avortements (par colique) chez la jument gestante. À côté de ces symptômes généraux, il existe quelques signes moins caractéristiques : boiterie, hémorragie, orchite, dermatite, pneumonie, plaies, etc.

L’utilisation raisonnée des vermifuges suppose de connaître les différents parasites qui peuvent affecter les chevaux afin de décider du protocole à employer. L’existence de molécules efficaces ne doit toutefois pas faire oublier le respect de quelques règles sanitaires, qui permettent elles aussi de diminuer l’infestation parasitaire.

Quels sont les critères de choix d’un protocole de vermifugation ?

Le choix d’un vermifuge suppose un raisonnement médical qui prend en compte :

- le cheval lui-même : son mode de vie (box ou pré, cheval isolé ou effectif, etc.), son âge (poulain, yearling ou adulte), son état clinique (porteur sain, parasité malade, source de parasites pour les autres, etc.) et son sexe (poulinière gestante, en lactation, mâle, etc.) ;

- le ou les parasite(s) concerné(s) (voir le ^{TABLEAU “Les principaux parasites du cheval, du poney et de l’âne”}) : sont-ils identifiés de façon certaine ?

- le « but » de la vermifugation : s’agit-il d’un traitement préventif ou curatif ?

- les molécules disponibles : spectre d’activité, efficacité, présentation (pâte, liquide, etc.), existence d’une AMM validée chez les chevaux.

1. Quelles sont les molécules utilisables et les spécialités disponibles en France ?

Les molécules utilisables chez le cheval et qui disposent d’AMM sur le marché français se classent en deux groupes : les benzimidazoles et les non-benzimidazoles (voir l’ENCADRÉ “Les différents vermifuges équins (avec AMM) disponibles en France”).

Elles ont une efficacité différente sur les parasites (voir le ^{TABLEAU “Spectre d’activité des principaux anthelminthiques chez le cheval”}).

La diversité des molécules proposées permet de contrer les phénomènes de résistance, rencontrés surtout avec les strongles digestifs (et plus particulièrement avec les petits strongles). Il s’agit d’une résistance de groupe (fondée sur les mécanismes d’action), d’où l’intérêt de changer régulièrement de groupes d’anthelminthiques (tous les ans par exemple) en alternant : benzimidazoles, pyrantel, ivermectine ou moxidectine (voir le ^{TABLEAU “Les différentes spécialités disponibles sur le marché français”}).

Il est reconnu aujourd’hui que la résistance est de famille et concerne l’ensemble des molécules ayant un même mode d’action [²]. Il semble toutefois que des résistances commencent à apparaître avec le pyrantel, et elles sont également suspectées avec les macrolides [²]. La méthode de « rotation des vermifuges » n’empêche peut-être pas le développement de résistances.

2. Quels sont les rythmes de vermifugation ?

Les rythmes de vermifugation sont à moduler en fonction du sexe du cheval, de son âge, de son mode de vie, de l’intensité de l’infestation parasitaire et de l’aspect économique [14]. L’objectif n’est pas d’obtenir l’élimination totale de tous les parasites, car cela nuit au développement et à l’entretien de l’immunité naturelle. En effet, les chevaux acquièrent avec l’âge une capacité à se défendre qui les protège d’une surinfestation tant qu’ils restent porteurs du parasite. Il convient de considérer la vermifugation comme un moyen de diminuer les effets des infestations et surtout, de limiter l’excrétion et de réduire la contamination des pâtures (aspect prophylactique plus que thérapeutique).

Les rythmes sont également fondés sur l’épidémiologie et le caractère saisonnier des parasitoses (voir le ^{TABLEAU “Caractère saisonnier du parasitisme chez les chevaux”}).

Les poulains et les poulinières

• Les poulains sont particulièrement sensibles à Strongyloides westeri, à Parascaris equorum et aux strongles.

Les poulinières hébergent des parasites du cheval adulte, en particulier des strongles, des oxyures, des gastérophiles, etc. (^{PHOTO 1}).

Ces parasites ont des conséquences sur l’état général de la jument et sur la qualité de son lait, donc sur le développement du poulain. Une jument parasitée transmet en outre des parasites à son poulain. Il convient donc de vermifuger le poulain et la mère en même temps.

Le programme de vermifugation idéal du poulain et de sa mère est le suivant :

- poulain à partir de six semaines d’âge : toutes les huit semaines (toutes les six semaines lors d’infestation par les ascaris) ;

- mère : immédiatement après le poulinage, puis en même temps que le poulain, jusqu’au sevrage.

Il convient d’utiliser un vermifuge qui possède un large spectre (même si les vermifuges polyvalents n’existent pas), actif contre les vers adultes et leurs larves.

Pour prévenir l’anguillulose, les juments sont traitées à l’ivermectine au moment du poulinage (cette molécule passe dans le lait en quatre à cinq jours).

Les yearlings

Les chevaux de moins de deux ans (“yearlings”) sont sensibles aux infestations parasitaires car leur immunité vis-à-vis des parasites n’est pas très développée. Ils sont particulièrement affectés par les larves des petits et grands strongles, par les ténias, les gastérophiles et les ascaris.

Le programme de vermifugation est le suivant :

- en mars/avril : traitement contre les vers ronds (adultes et larves) et les ténias ;

- en juin et en septembre : traitement contre les vers ronds adultes ;

- en novembre : vers ronds (adultes et larves) + cestodes + gastérophiles.

Lors d’infestation par les ascaris, il convient de traiter toutes les six à huit semaines.

Les chevaux adultes au pré

Les chevaux adultes mis au pré à la belle saison ingèrent avec l’herbe des larves de parasites (petits strongles, grands strongles, ténias). Ces larves deviennent adultes dans l’organisme du cheval et pondent des œufs, rejetés avec les crottins, qui redonnent des larves qui sont à leur tour ingérées. Après l’hiver, les larves qui ont survécu au froid dans la pâture démarrent un nouveau cycle parasitaire lorsqu’elles sont ingérées : la contamination des prairies reprend et s’accentue au cours de l’été.

La présence d’insectes en été favorise en outre la contamination par les gastérophiles, les habronèmes et les onchocerques (voir l’ENCADRÉ “Protocole de vermifugation des chevaux adultes au pré”).

Les chevaux adultes sont peu concernés par les ascaris et sont une source mineure de contamination des poulains et des jeunes car ils ont développé une immunité contre la plupart des vers. Ce sont surtout les jeunes de l’année ou de l’année passée qui éliminent de nombreux œufs et contaminent la pâture.

Il convient de faire particulièrement attention aux ânes qui pâturent avec les chevaux et sont fréquemment porteurs de Dictyocaulus arnfieldi, pathogène pour les chevaux.

Les chevaux adultes au box

Les chevaux adultes qui vivent au box ont toutefois accès à une carrière, un manège, un enclos ou un parcours herbeux (^{PHOTO 2}). Ils sont donc autant exposés au risque parasitaire que les chevaux qui vivent au pré, en particulier lorsque les larves de parasites se nichent dans la litière ou les fourrages verts. L’enclos est en outre un “lieu à risque” en raison du confinement des animaux et du passage de nombreux chevaux. Les oxyures trouvent dans les écuries un milieu de développement très favorable.

Il est nécessaire de vermifuger les chevaux qui vivent exclusivement au box trois fois par an :

- en mars/avril : traitement contre les vers ronds (adultes et larves) et les ténias ;

- en juin et en septembre (selon le risque) : traitement contre les vers ronds adultes ;

- en novembre : vers ronds (adultes et larves) + cestodes + gastérophiles.

Les poneys

Les poneys hébergent les mêmes parasites que les chevaux adultes et ont les mêmes conditions de vie. Les parasites les plus souvent rencontrés sont les strongles, les gastérophiles (^{PHOTO 3}), les ténias et les ascaris.

Ils font l’objet des mêmes protocoles de vermifugation que les chevaux (voir l’ENCADRÉ “Protocoles de vermifugation des poneys et des ânes”).

Les ânes

Les ânes sont réputés rustiques, mais ils sont toutefois également sensibles aux infestations parasitaires, bien que les symptômes qu’ils développent soient moins prononcés que ceux des chevaux. Ils sont aussi souvent largement infestés, car moins bien médicalisés et représentent une source importante de contamination pour les chevaux et les poneys qu’ils côtoient. Ils devraient faire l’objet des mêmes protocoles de vermifugation que les chevaux.

Comment administrer les vermifuges ?

En premier lieu, le poids de l’animal est évalué afin d’adapter la dose de vermifuge (se reporter aux notices). En général, il n’est pas nécessaire que le cheval soit à jeun (se reporter également aux notices). Il est essentiel de ne pas sous-doser les vermifuges, ce qui entraînerait la persistance de parasites et un risque de sélection de chimiorésistances.

Pour les gels ou les pâtes orales, il convient de s’assurer que la bouche du cheval est vide.

Le chanfrein est maintenu d’une main et l’embout de la seringue est inséré au niveau de la commissure des lèvres. La seringue est largement introduite dans la bouche et la pâte est déposée à la base de la langue. La seringue est retirée et la tête du cheval est maintenue en hauteur, jusqu’à ce qu’il déglutisse.

Si le cheval n’est pas coopératif, il est possible d’user de subterfuges : mettre la pâte dans une pomme ou dans du pain.

Certains laboratoires commercialisent des pâtes aromatisées (Panacur® Pâte à la pomme-cannelle).

• Les granulés sont mélangés à la nourriture habituelle.

• Les solutions et les solutés buvables sont administrés dans l’eau de boisson (ou une alimentation liquide).

• Les suspensions aqueuses prêtes à l’emploi s’administrent à la seringue drogueuse ou au pistolet drogueur, éventuellement à la sonde naso-œsophagienne.

• Il n’existe plus de vermifuge injectable pour les chevaux.

Les vermifuges s’administrent en une seule fois, mais il existe des cas particuliers :

- contre les larves de grands strongles, le fenbendazole est administré à la posologie de 50mg/kg/jour pendant trois jours ou à 7,5 à 10 mg/kg/jour pendant cinq jours (hors AMM) [¹, ², ⁹]. L’ivermectine (0,2 mg/kg) ou la moxidectine (0,4 mg/kg) peuvent également être utilisées.

- contre les larves de petits strongles, en cas de cyathostomose maladie, le fenbendazole est administré pendant cinq jours. En cours de saison de pâturage [2], des anthelminthiques plus rémanents (ivermectine ou moxidectine [¹⁰]) sont préférables.

L’utilisation de spécialités rémanentes peut toutefois créer une pression de sélection permanente par rapport à un traitement discontinu et augmenter la pression de sélection exercée sur les petits strongles. Une spécialité rémanente utilisée à l’automne risque ainsi de sélectionner des larves chimiorésistantes qui, au printemps suivant, seront à l’origine de nouvelles populations de strongles. Leur utilisation doit donc être raisonnée et ne pas intéresser tous les animaux (il convient de laisser des “refuges” aux parasites chimiosensibles) et leur fréquence d’emploi doit être limitée.

Comment surveiller l’infestation parasitaire ?

La surveillance de l’infestation parasitaire permet de réaliser des traitements ciblés, de contrôler l’efficacité du traitement et de détecter les résistances.

1. Les examens coproscopiques

Les examens coproscopiques permettent de déterminer le nombre d’éléments parasitaires (œufs, larves) par gramme de matière fécale.

La méthode la plus fréquemment utilisée par les laboratoires est la méthode par flottaison-centrifugation. Il existe des kits (kit Ovassay®) qui permettent au praticien de réaliser lui-même des coproscopies, avec du matériel jetable et sans manipulation particulière, pour un prix modique (environ 80 € les 50 tests).

• Si des œufs sont mis en évidence dans les crottins, cela signifie que le cheval est parasité (l’infestation est considérée comme forte à partir de 500 œufs par gramme de crottin) [7]. Dans le cas contraire, il n’est pas possible d’affirmer que le cheval n’est pas parasité : les parasites peuvent être présents, mais encore immatures (pas de reproduction), ou les œufs ont pu être détruits entre le prélèvement et l’analyse.

• La détection d’œufs de strongles chez le poulain âgés de moins de six semaines est due à un phénomène de coprophagie.

• Le diagnostic de l’infestation par le ténia se fait par coproscopie. Les méthodes qui associent flottaison et centrifugation sont plus efficaces que les méthodes de flottaison par gravitation. L’intérêt est réel en cas d’infestation massive (plus de 20 anoplocéphales) ; les faibles infestations, notamment chez les poulains qui abritent des ténias immatures, sont difficiles à dépister [⁸].

• Pour une recherche de Strongyloides, il est préférable de prélever le crottin directement dans le rectum (examen difficile car les œufs éclosent en quelques heures).

• Les examens coprologiques permettent de pratiquer un traitement sélectif : une coproscopie individuelle permet de ne traiter que les animaux fortement infestés (plus de 500 œufs par gramme de crottin). Les dépenses effectuées pour réaliser les coproscopies sont ansi compensées par les économies réalisées sur les vermifuges : c’est une approche qui peut être économiquement rentable [7]. Les examens coproscopiques permettent également de vérifier l’efficacité du traitement anti-parasitaire, en effectuant deux examens à quinze jours d’intervalle.

2. Les coprocultures

Les coprocultures sont parfois utilisées pour affiner les examens coproscopiques : les œufs de petits et de grands strongles étant indiscernables (^{PHOTO 6}), leur maturation en larves infestantes permet un diagnostic différentiel [7].

3. Les prélèvements

Un raclage de peau sur un ruban adhésif réalisé autour de l’anus (“calque anal”) permet de mettre en évidence des œufs d’oxyures (alors que la coproscopie est généralement négative) [⁵, 12].

4. Le degré de contamination des prairies

L’importance de la contamination des prairies est évaluée en dénombrant les larves qui se trouvent dans des prélèvements d’herbe.

5. L’hématologie et la biochimie

Lors d’augmentation des granulocytes (éosinophiles), il convient d’envisager une cause parasitaire.

Pour la douve, une recherche d’anticorps est possible : recherche des IgG spécifiques vis-à-vis d’antigènes de 12 à 13 kDa, par des tests ELISA ou Western Blot. Ces tests permettent d’augmenter la sensibilité du diagnostic expérimental, mais ils restent du domaine du laboratoire de recherche et ne sont pas utilisables en pratique courante [13].

Quelles autres mesures associer à la vermifugation ?

L’administration régulière de vermifuges est une mesure nécessaire, mais pas suffisante. Le cheval peut se réinfester par d’autres chevaux ou par le milieu extérieur. Il convient donc de prendre des mesures associées à la vermifugation [², 7, 14].

1. Mesures pour le cheval lui-même

Il convient de renforcer les défenses naturelles du cheval : éviter les carences minérales, les diminutions des défenses immunitaires liées au stress, etc.

2. Mesures pour les autres chevaux

• Il est nécessaire de traiter tous les chevaux d’une même parcelle ou d’une même écurie en même temps.

• Tout nouvel arrivant est vermifugé et subit une quarantaine (mesure utile également vis-à-vis des affections microbiennes).

• Les concentrations de chevaux trop importantes sont à éviter : la recommandation usuelle est d’un cheval par hectare au maximum. Cela évite que les animaux aillent pâturer dans les “zones de refus” où ils déposent leurs crottins et qui sont les plus fortement infestées.

3. Mesures pour le milieu extérieur et le matériel d’élevage

• Lorsqu’elle est possible, une rotation lente des pâtures permet une décontamination naturelle des herbages. Il convient de changer de prairies tous les quinze jours (un mois maximum) et de ne la réutiliser que trois à quatre mois plus tard.

• Les prairies temporaires (par exemple après la coupe du foin) sont utilisées.

• Les pâturages sont drainés.

• Les prairies sont traitées avec un engrais chaulé (cyanamide calcique à raison de 300 à 500 kg par hectare) à la fin de l’hiver. Les chevaux n’y sont relâchés qu’un mois plus tard.

• Au moment de la vermifugation, le cheval est rentré au box pendant 48 heures avant de le remettre au pré, pour éviter que les pâtures ne soient contaminées lors de l’élimination des parasites.

• Les boxes et les aires de pansage sont désinfectées avec un jet haute pression et haute température, afin de détruire notamment les larves d’ascaris.

• Le matériel de pansage est nettoyé, désinfecté et désinsectisé régulièrement, pour éviter la transmission des parasites externes.

• Les crottins sont ramassés au moins deux fois par semaine. Le fumier est stocké pendant un an avant de l’épandre en prairie.

• Des bovins sont mis en pâture après le passage des chevaux. Cela permet d’interrompre les cycles parasitaires des principaux parasites des chevaux (seul Trichostrongylus axei est commun et peu pathogène). En revanche, il convient de ne pas faire pâturer en même temps bovins et chevaux : les bovins mangent la partie haute de l’herbe, qui contient peu de parasites. Plus l’herbe devient rase et plus le risque de contamination des chevaux augmente.

Conclusion

Le parasitisme interne des chevaux est un phénomène inévitable. Cependant, il est toujours possible d’éviter des niveaux d’infestations préjudiciables à la santé du cheval et à ses performances. En l’absence d’autres moyens de prévention (les vaccins, par exemple, sont difficiles à mettre au point en raison de la structure antigénique complexe des parasites), la vermifugation est un moyen efficace de lutte. Elle reste toutefois un acte réfléchi, qui prend en compte à la fois l’aspect épidémiologique et pathologique des parasites et l’animal à vermifuger. Les mesures prophylactiques doivent également tenir compte de l’émergence de résistance, en particuliercelle des petits strongles aux anthelminthiques.

• Ascani B. Utilisation du fenbendazole chez le cheval. Etude bibliographique. Thèse de doctorat vétérinaire. Université Paul Sabatier. Toulouse. 1998 : 47 p.
• Beugnet F. Méthodes de lutte contre les strongyloses équines. Prat. Vét. Équine. 1998 ; 30(120): 253-263.
• Beugnet Bourdoiseau G. et Cadoré J.-L. Le cheval maigre : étiologie parasitaire. Prat. Vét. Équine, n° spécial “Le cheval maigre”, 201 ; 33 : 33-40.
• Bricard P. et Pfister K. La gastérophilose et son traitement chez le cheval. Prat. Vét. Équine. 1997 ; 29(1): 25-29.
• Brillard P. Les vers du cheval. Analyses coproscopiques sur 100 chevaux à «Cheval Passion 97" - Matériel, méthode et interprétation. Prat. Vét. Equine, 1997 ; 29(2): 123-128.
• Bussieras J, Chermette R. Abrégé de parasitologie vétérinaire. Fascicule III : helminthologie. Ed. R. Rosset. 1988 : 267 pages.
• Collobert C, Urbain F. et coll. Le diagnostic coproscopique du téniasis des chevaux. Comparaison de différentes méthodes. Prat. Vét. Équine. 1991 ; 23 (3): 41-44.
• Duncan J. et Love S. Strongylose équine à S. vulgaris. Point Vét. 1990 ; 21(126): 849-857.
• Mage C, Arnaud G et coll. Efficacité de la moxidectine en gel oral à 2 p. cent sur les strongles gastro-intestinaux des chevaux au pâturage. Prat. Vét. Équine. 1998 ; 30(119) : 61-65.
• Veillet F et Vandaële E. Dictionnaire des Médicaments Vétérinaires. 11e édition, Maisons-Alfort : Éditions du Point Vétérinaire, 201 : 1814 pages.