ÉTAPE 1 : Comment réaliser un prélèvement sanguin pour une analyse en hématologie : conditions préanalytiques - Le Point Vétérinaire n° 374 du 01/04/2017
Le Point Vétérinaire n° 374 du 01/04/2017

EN 10 ÉTAPES

Auteur(s) : Laetitia Piane*, Catherine Trumel**

Fonctions :
*Équipe de biologie
médicale-histologie, Crefre,
université de Toulouse,
Inserm-UPS-ENVT,
31400 Toulouse

Pour assurer une interprétation optimale des résultats hématologiques, la connaissance des facteurs à l’origine des erreurs préanalytiques est indispensable.

L’hémogramme et le frottis sanguin sont des examens complémentaires de routine en médecine vétérinaire et peuvent contribuer à l’établissement du diagnostic et/ou du pronostic, au suivi d’une affection ou d’une thérapeutique.

Avant d’interpréter un résultat, il convient de connaître les conditions dans lesquelles le prélèvement a été réalisé. Celles-ci, dites préanalytiques, peuvent influencer notablement le résultat de l’analyse et être à l’origine de faux positifs ou de faux négatifs. En effet, près de deux tiers des erreurs de laboratoire sont dues à des erreurs préanalytiques (tableau) [3].

Les facteurs préanalytiques peuvent être classés en deux catégories :

– les facteurs biologiques liés à l’individu, comme l’état de jeûne, le stress, la sédation, l’exercice, etc. Ces facteurs sont divers, difficiles à identifier et à contrôler. Les effets physiologiques, liés par exemple à l’âge, à la race, au sexe, à la gestation, à la lactation, sont également à prendre en compte, mais devraient faire l’objet d’intervalles de référence spécifiques ;

– les facteurs techniques liés à la méthode de prélèvement et d’analyse, comme le choix de l’anticoagulant, le mode de prélèvement, les conditions de stockage et d’envoi. Ces facteurs peuvent être facilement identifiés et contrôlés au moyen de procédures adéquates et standardisées [2].

LES FACTEURS PRÉANALYTIQUES LIÉS À L’ANIMAL

1. Prise de repas

La prise récente d’un repas peut entraîner l’apparition d’une lipémie postprandiale (qui disparaît 7 à 12 heures après le repas). Celle-ci, qui s’accompagne souvent d’une hémolyse, peut se traduire par un plasma lactescent en raison de la présence dans le sang de nombreux chylomicrons (une des formes de transport des triglycérides) (photo 1).

Les chylomicrons forment de petites gouttelettes lipidiques qui peuvent perturber la numération plaquettaire (augmentation artéfactuelle) et générer un signal anormal sur l’histogramme des plaquettes. Avec les automates à cytométrie en flux, les chylomicrons possèdent un indice de réfraction et peuvent également perturber le nuage de points des plaquettes, ainsi que le nuage de points des leucocytes en lieu et place des débris et des cellules non lysées [15, 16].

Les chylomicrons augmentent la turbidité du spécimen, ce qui interfère avec les analyses réalisées par des méthodes photométriques fondées sur l’absorption de la lumière comme l’hémoglobine et la concentration corpusculaire moyenne en hémoglobine (CCMH), par exemple (augmentation artéfactuelle) [2].

Une diète de 12 heures est donc généralement recommandée chez le chien et le chat avant de réaliser un prélèvement pour une analyse sanguine [2].

2. Stress

Le transport, la contention ou la capture, le temps passé dans la salle d’attente, la prise de sang elle-même peuvent être générateurs d’un stress aigu associé à une sécrétion de catécholamines, appelé stress adrénergique. La sécrétion de ces hormones peut avoir un effet significatif sur plusieurs paramètres hématologiques, en particulier chez le chat, avec, par exemple, une lymphocytose ou une thrombopénie artéfactuelle liée à la formation d’agrégats plaquettaires. Le chien est également sensible au stress adrénergique, qui se traduit le plus souvent par une leucocytose neutrophilique, avec des neutrophiles mâtures, et une lymphocytose. Ces modifications sont transitoires. Elles apparaissent dans les minutes qui suivent le stimulus et disparaissent en 30 minutes environ [2, 13]. Une polyglobulie et une thrombocytose peuvent également être observées lors de stress adrénergique [11, 12].

Le stress chronique ou subaigu associé à la sécrétion de corticoïdes peut être à l’origine d’une leucocytose neutrophilique, d’une lymphopénie, d’une éosinopénie et d’une monocytose (formule de stress corticoïde). Les neutrophiles peuvent être hypersegmentés (déviation à droite de la courbe d’Arneth) [2, 13].

3. Prise de médicaments

Les traitements reçus par l’animal peuvent interférer avec les résultats d’analyse. Ils doivent donc être pris en compte dans l’interprétation. Au même titre que les corticoïdes endogènes, les corticoïdes exogènes peuvent être à l’origine d’une formule de stress (leucocytose neutrophilique, avec éventuelle déviation à droite de la courbe d’Arneth, lymphopénie, éosinopénie, monocytose). Chez le chat, la monocytose n’est généralement pas observée [2, 13].

Ces modifications apparaissent en 4 à 8 heures après une injection unique de corticoïdes et disparaissent en 24 heures. Après une administration prolongée de corticoïdes (supérieure à 10 jours), 2 à 3 jours après l’arrêt du traitement sont nécessaires pour que les modifications disparaissent [13]. Lors d’anesthésie, une anémie et une leucopénie secondaires à un stockage splénique peuvent être observées.

4. Conditions environnementales et mode de vie

L’adaptation à l’altitude entraîne une augmentation de l’hématocrite, de l’hémoglobinémie et de la numération érythrocytaire. Le sport ou l’exercice entraînent une augmentation de l’hématocrite. Cependant, chez les chiens de traîneau, l’entraînement provoque une diminution de l’hématocrite et de la numération érythrocytaire et une légère augmentation de la numération leucocytaire [2].

5. État physiologique

L’âge de l’animal doit tout d’abord être pris en compte. En effet, les animaux de moins de 2 mois présentent un comptage érythrocytaire et une concentration en hémoglobine plus bas, liés à un déficit en fer en raison d’une alimentation strictement lactée chez les animaux non sevrés. Une lymphocytose physiologique est également observée, parfois jusqu’à l’âge de 1 an et demi [10].

LES FACTEURS PRÉANALYTIQUES LIÉS À LA TECHNIQUE

1. Mode de prélèvement

Anticoagulant et tube

L’acide éthylène diamine tétra­acétique (EDTA) est l’anticoagulant préconisé pour la réalisation d’un hémogramme chez les mammifères domestiques, car il permet une bonne préservation des cellules (photo 2a). Il peut cependant être à l’origine de thrombopénie artéfactuelle liée à la formation d’agrégats plaquettaires, en particulier chez le chat. Dans cette espèce, il a ainsi été suggéré d’utiliser d’autres anticoagulants ou additifs qui n’altèrent pas les analytes [2, 7]. Le mélange de citrate de sodium, de théophylline, d’adénosine et de dipyridamole (CTAD) permet de réduire notablement l’agrégation plaquettaire chez le chat et peut être utilisé pour la réalisation d’hémogrammes et en particulier pour l’évaluation de la numération plaquettaire (photo 2b) [2, 7].

Chez les oiseaux et les reptiles, dont les hématies sont nucléées, il est généralement préférable d’utiliser du sang total sur héparine pour les analyses hématologiques, car l’EDTA entraîne une hémolyse chez ces espèces (photo 2c) [2].

En médecine vétérinaire, il est parfois difficile d’obtenir un prélèvement de sang sur de petits animaux. Pour prélever de petites quantités de sang, des microtubes peuvent ainsi être utilisés, car il a été montré qu’il n’existe aucune différence significative sur les variables hématologiques chez le chien et le chat (photo 2d) [2].

Technique de prélèvement

Le prélèvement doit être le plus atraumatique possible pour éviter de possibles erreurs préanalytiques liées à la technique de prélèvement (stress, activation du système hémo­statique et agrégation plaquettaire, en particulier chez le chat, etc.).

Chez le chien et le chat, les principaux sites de ponction veineuse sont les veines jugulaire, céphalique et saphène. Le choix du site de ponction dépend de la taille de l’animal, mais en règle générale, les vaisseaux de petit calibre doivent être évités, afin de limiter les turbulences sanguines qui peuvent générer de l’hémolyse et l’activation du système hémostatique. Le prélèvement capillaire par ponction franche à l’aiguille au niveau de l’oreille est essentiellement utilisé pour la recherche d’hémoparasites (babésiose chez le chien, mycoplasmose chez le chat, par exemple). Lors de suspicion de mycoplasmose, il est conseillé de réaliser un frottis sanguin immédiatement après le prélèvement, car les mycoplasmes ont tendance à se détacher des hématies rapidement après la ponction sur tube EDTA [4].

Chez le chien et le chat, l’hématocrite varie notablement selon que le prélèvement est obtenu à partir d’une veine de gros calibre ou à partir d’un capillaire [2].

Le tube EDTA doit être correctement rempli, selon les recommandations du fabricant, ou au moins à moitié. Si le tube est insuffisamment rempli, l’excès d’EDTA peut entraîner une rétraction des hématies, donc une sous-estimation du volume globulaire moyen (VGM) et de l’hématocrite, et une surestimation de la CCMH [2, 5]. Après avoir rempli convenablement le tube, ce dernier doit être retourné immédiatement une dizaine de fois par des mouvements lents et sans agitation excessive de façon à bien répartir l’anticoagulant.

Choix des aiguilles et des seringues

Il est recommandé d’utiliser des aiguilles du calibre le plus large possible et d’éviter d’exercer une pression négative trop forte en aspirant le sang avec la seringue, afin de prévenir l’hémolyse [2].

2. Stockage

Avant de réaliser l’hémogramme et le frottis sanguin, le sang doit être homogénéisé délicatement (20 à 30 retournements successifs).

Afin d’obtenir un résultat optimal, il est généralement recommandé de réaliser l’analyse dans les 2 heures qui suivent le prélèvement, cependant les variables hématologiques sont relativement stables à température ambiante [2]. Chez le chat, le stockage à température ambiante d’un prélèvement de sang sur tube EDTA pendant plus de 48 heures entraîne une augmentation du VGM, de l’hématocrite, du comptage des réticulocytes et du comptage des éosinophiles, ainsi qu’une diminution de la CCMH et du comptage des monocytes [2, 6]. Chez le chien, le stockage à température ambiante d’un prélèvement de sang sur tube EDTA pendant plus de 48 heures entraîne une augmentation du VGM et de l’hématocrite, ainsi qu’une diminution du comptage plaquettaire et du comptage des monocytes [1, 2, 8]. Ces modifications sont également observées sur les nuages de points des automates à cytométrie en flux [1, 2, 6, 8].

La réfrigération entraîne la formation d’agrégats plaquettaires chez le chien, pouvant être à l’origine d’une thrombopénie artéfactuelle [2, 9].

La congélation n’est pas recommandée pour les analyses hématologiques, car elle entraîne une altération des cellules par la formation de microcristaux qui modifient leur morphologie et leur contenu cytoplasmique [2].

Le frottis sanguin est à réaliser immédiatement après le prélèvement, ne doit pas être réfrigéré ni congelé et doit être protégé de la condensation pendant le transport de façon à préserver la morphologie cellulaire et éviter la formation d’artefacts liés au vieillissement des cellules [2, 14].

3. Évaluation de la qualité du spécimen avant analyse

Une coloration rose-rouge du plasma est le signe d’une hémolyse (qu’elle soit in vivo ou in vitro). C’est l’interférence analytique la plus fréquente en médecine humaine (plus de 3 % des prélèvements) et c’est également une cause d’erreur courante en médecine vétérinaire [2]. L’hémolyse ne devient visible qu’après centrifugation du tube de sang et lorsque la concentration en hémoglobine dans le plasma dépasse 0,2 g/l. Les causes d’hémolyse liées à la technique de prélèvement sont variées : aspiration ou éjection forcée de sang avec une aiguille de faible diamètre, inadéquation entre le volume du vide et le calibre veineux, agitation trop vigoureuse du tube, conservation trop longue du sang non centrifugé, etc. L’hémoglobine libre interfère avec les analyses réalisées par spectrophotométrie et entraîne une surestimation de l’hémoglobinémie, donc de la CCMH [2].

La lipémie peut également perturber les résultats de l’hémogramme (numération plaquettaire, hémoglobinémie, CCMH, etc.).

L’ictère est généralement sans incidence sur les résultats obtenus avec les automates d’hématologie [2].

4. Présence de caillots

La présence de micro- ou de macro-caillots est le signe d’une anticoagulation insuffisante pendant le prélèvement. Les micro-caillots peuvent facilement passer inaperçus si le prélèvement n’est pas soigneusement observé avant l’analyse, et sont non seulement à l’origine de résultats erronés, mais peuvent également altérer le fonctionnement des automates d’hématologie. Les micro-caillots ou les micro-agrégats plaquettaires sur les prélèvements réalisés sur tube EDTA sont plus fréquents chez le chat que chez le chien [2].

Conclusion

De nombreux facteurs peuvent être à l’origine d’erreurs préanalytiques, qu’ils soient liés à l’animal ou au mode de prélèvement ou de stockage. Ces facteurs sont importants à connaître et à identifier afin d’éviter toute erreur d’interprétation d’un résultat d’hématologie. Il existe des guidelines en hématologie établies par la Société américaine de pathologie clinique vétérinaire (ASVCP), afin de standardiser au mieux les procédures de prélèvement et d’assurer un contrôle de qualité [14].

Références

  • 1. Bourges-Abella NH, Geffré A, Deshuillers PL et coll. Changes in hematology measurements in healthy and diseased dog blood stored at room temperature for 24 and 48 hours using the XT-2000iV analyzer. Vet. Clin. Pathol. 2014;43:24-35.
  • 2. Braun JP, Bourges-Abella NH, Geffré A et coll. The preanalytic phase in veterinary clinical pathology. Vet. Clin. Pathol. 2015;44:8-25.
  • 3. Carraro P, Plebani M. Errors in a stat laboratory: types and frequencies 10 years later. Clin. Chem. 2007;53:1338-1342.
  • 4. Chabanne L, Boucraut C. Hémoplasmose/hémobartonellose. Prat. Vet. 2014;49:379-381.
  • 5. Gilor S, Gilor C. Common laboratory artifacts caused by inappropriate sample collection and transport: how to get the most out of sample. Top. Companion Anim. Med. 2011;26:109-117.
  • 6. Granat F, Geffré A, Bourges-Abella NH et coll. Changes in hematology measurements with the Sysmex XT-2000iV during storage of feline blood sampled in EDTA or EDTA plus CTAD. J. Feline Med. Surg. 2013;15:433-444.
  • 7. Granat F, Geffré A, Braun JP et coll. Comparison of platelet clumping and complete blood count results with Sysmex XT-2000iV in feline blood sampled on EDTA or EDTA plus CTAD. J. Feline Med. Surg. 2011;13:953-958.
  • 8. Médaille C, Briend-Marchal A, Braun JP. Stability of selected hematology variables in canine blood kept at room temperature in EDTA for 24 and 48 hours. Vet. Clin. Pathol. 2006;35(1):18-23.
  • 9. Mylonakis ME, Leontides L, Farmaki R et coll. Effect of anticoagulant and storage conditions on platelet size and clumping in healthy dogs. J. Vet. Diagn. Invest. 2008;20:774-779.
  • 10. Piane L, Beretvas J, Prevost M, Trumel C. Lymphocytose chez le chien et le chat : étude rétrospective sur 142 cas. Abstract Congrès Afvac, 2014. http://dx.doi.org/10.1016/j.anicom.2015.06.013.
  • 11. Stockham SL, Scott MA. Erythrocytes. In: Fundamentals of veterinary clinical pathology, 2nd edition, Blackwell Publishing, Ames, Iowa. 2008:107-222.
  • 12. Stockham SL, Scott MA. Platelets. In: Fundamentals of veterinary clinical pathology, 2nd edition, Blackwell Publishing, Ames, Iowa. 2008:223-258.
  • 13. Teske E. Section IV: Leukocytes. In: Schalm’s veterinary hematology, 6th edition, Blackwell Publishing, Iowa. 2010:263-417.
  • 14. Vap LM, Harr KE, Arnold JE et coll. ASVCP quality assurance guidelines: control of preanalytical and analytical factors for hematology for mammalian and nonmammalian species, hemostasis, and crossmatching in veterinary laboratories. Vet. Clin. Pathol. 2012;41:8-17.
  • 15. Zandecki M, Genevieve F, Gerard J, Godon A. Spurious counts and spurious results on haematology analysers: a review. Part I: platelets. Int. J. Lab. Hematol. 2007;29:4-20.
  • 16. Zandecki M, Genevieve F, Gerard J, Godon A. Spurious counts and spurious results on haematology analysers: a review. Part II: white blood cells, red blood cells, haemoglobin, red cell indices and reticulocytes. Int. J. Lab. Hematol. 2007;29:21-41.

Conflit d’intérêts

Aucun.

Points forts

→ Le mélange de citrate de sodium, de théophylline, d’adénosine et de dipyridamole peut être utilisé comme anticoagulant chez le chat pour éviter la formation d’agrégats et évaluer correctement la numération plaquettaire.

→ Chez les oiseaux et les reptiles, il est préférable d’utiliser un tube hépariné pour les analyses hématologiques, car l’acide éthylène diamine tétra-acétique entraîne une hémolyse chez ces espèces.

→ La formule de stress corticoïde est caractérisée par une leucocytose neutrophilique, une lymphopénie, une éosinopénie, +/- une monocytose.

→ La lipémie et l’hémolyse peuvent interférer avec les paramètres mesurés par spectrophotométrie (hémoglobine, concentration corpusculaire moyenne en hémoglobine).

→ Le stockage à température ambiante pendant plus de 48 heures peut entraîner des modifications des paramètres hématologiques chez le chien et le chat.

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