Détresse respiratoire aiguë chez un chat : gestion médicale d’un pyothorax

Une chatte européenne âgée de 1 an est présentée à la suite de difficultés respiratoires marquées évoluant depuis 1 heure. Elle vit en maison avec quatre congénères et a accès à l’extérieur.

CAS CLINIQUE

1. Examen clinique

L’examen clinique met en évidence une respiration bouche ouverte, une discordance marquée et une tachypnée. L’auscultation pulmonaire ne révèle pas de bruits surajoutés. L’examen de l’appareil cardiovasculaire montre une tachycardie avec un rythme régulier. Le reste de l’examen clinique ne présente pas d’anomalie.

2. Hypothèses diagnostiques

Face à la discordance marquée, les hypothèses diagnostiques à retenir sont prioritairement [⁷] :

– une hernie diaphragmatique ;

– un épanchement pleural liquidien ou gazeux ;

– une tumeur volumineuse des poumons, du médiastin ou de la plèvre.

D’autres hypothèses, moins fréquentes, sont à mentionner [⁷] :

– une péritonite ;

– une obstruction majeure des voies respiratoires supérieures ;

– une bronchopneumonie étendue ;

– une organomégalie sévère ;

– une ascite volumineuse ;

– une douleur abdominale aiguë.

3. Prise en charge immédiate

Stabilisation des paramètres vitaux

L’état dyspnéique de la chatte ne permet pas, dans l’immédiat, l’exploration des hypothèses diagnostiques, mais nécessite une prise en charge rapide.

L’animal reçoit un bolus de 0,3 mg/kg de butorphanol (Dolorex®) par voie sous-cutanée pour ses effets sédatif et bronchodilatateur, son état dyspnéique s’aggravant avec le stress.

Il est mis sous monitoring électrocardiographique. La mesure de la pression artérielle est de 100 mmHg et la saturation en oxygène de 86 %. La chatte est donc placée sous oxygénothérapie au débit de 150 ml/kg/min par sondes nasales et reçoit une fluidothérapie de lactate de Ringer à 2 ml/kg/h.

Geste d’urgence

La saturation en oxygène n’est maintenue correcte (supérieure à 97 %) qu’avec l’oxygénothérapie, ce qui diffère l’examen radiographique. Il est alors décidé de pratiquer une thoracocentèse bilatérale dans l’hypothèse d’un épanchement pour soulager l’animal et s’approcher du diagnostic : 30 ml de liquide sont recueillis à droite et 20 ml à gauche. L’aspect très hémorragique du liquide récolté n’autorise qu’une ponction partielle pour soulager l’animal, non une ponction totale car la suspicion d’hémothorax est présente.

4. Examens complémentaires

Bilan sanguin

→ Face à l’aspect hémorragique du liquide d’épanchement, un bilan de coagulation est effectué pour objectiver une éventuelle intoxication aux raticides. Les temps de Quick (16 s) et de céphaline activée (118 s) sont dans les valeurs usuelles, ce qui permet d’exclure cette hypothèse.

→ La numération et la formule sanguines montrent une leucocytose neutrophilique (34 830 leucocytes/mm³), l’absence d’anémie (hémoglobine 11 g/dl) et un taux d’hématocrite à 32,3 %.

→ Le bilan biochimique (urée, créatinine, Alat [alanine aminotransférase], Pal [phosphatase alcaline], protéines totales, albumine, glucose, lactate) montre une hyper-glycémie (10,1 mmol/l) probablement associée au stress et une hyperlactatémie (4,4 mmol/l) s’expliquant par une hypoperfusion tissulaire liée à la détresse respiratoire.

→ Le bilan ionique montre une hypokaliémie discrète (3,3 mmol/l) qui nécessite une complémentation en potassium. La mesure des gaz du sang veineux montre une acidose métabolique avec tentative de compensation par une alcalose respiratoire (pH 7,3, pCO₂ 38 mmHg, HCO_3- 17,1 mmol/l, anion Gap 24,9 mmol/l, base Excess – 7,9 mmol/l).

→ Le résultat est négatif pour le FIV (virus de l’immunodéficience féline) et le FeLV (virus de la leucose féline).

Analyse de l’épanchement pleural

→ Le prélèvement est hémorragique. La densité, l’hématocrite et le taux de protéines de l’épanchement, évalués à respectivement 1,050, 20 % et 74 g/l, déterminent la nature de l’épanchement : un exsudat.

Un hémothorax peut être envisagé si :

Hématocrite_épanchement > ou = 25 % x hématocrite_sang

Ici, les valeurs obtenues sont 20 > 25 % x 32,3 : un hémothorax n’est pas exclu. La cytologie infirme la suspicion d’hémothorax.

→ La cytologie est très richement cellulaire (174 000 cellules nucléées/mm³). De nombreux polynucléaires neutrophiles majoritairement pyocytes sont visibles à la cytologie du liquide d’épanchement (^{photo 1}). Ils présentent souvent des agents pathogènes polymorphes en position intracytoplasmique. Des cellules macrophagiques très vacuolisées avec des images d’érythrophagocytose et de leucophagocytose sont présentes. L’aspect du liquide d’épanchement est celui d’un pyothorax. La mise en culture du liquide est cependant stérile au bout de 2 semaines malgré la visualisation de bactéries sur lames.

Examens radiographiques

Une fois stabilisé par la thoracocentèse, un examen radiographique du thorax est réalisé (^{photos 2} et ³). Il montre un signe de la silhouette positif, des scissures interlobaires, un déplacement dorsal de la trachée, ainsi que la présence de plages d’opacités liquidiennes entre les lobes pulmonaires et la paroi thoracique, le diaphragme et le sternum, évoquant un épanchement pleural majeur bilatéral associé à un collapsus pulmonaire.

5. Diagnostic

Un diagnostic de pyothorax est établi. Aucune trace de bagarre n’est visible sur le corps de l’animal. L’étiologie de l’affection reste inconnue.

6. Traitement médical

Antibiothérapie

À l’issue du diagnostic de pyothorax, un traitement médical antibiotique est mis en place : 12,5 mg/kg d’amoxicilline-acide clavulanique (Synulox(c)) et 15 mg/kg de métronidazole (Flagyl(c)) deux fois par jour per os.

Pose d’un drainage pleural sous anesthésie

→ La pose d’un drain thoracique est effectuée sous anesthésie générale en regard du huitième espace intercostal du côté gauche (pris de façon arbitraire) (^{photo 4}). L’anesthésie n’est pas anodine dans un tel cas et nécessite une surveillance accrue de la fonction respiratoire. Une prémédication par voie intramusculaire est réalisée avec du butorphanol (Dolorex(c), 0,3 mg/kg) associé à du midazolam (0,3 mg/kg) pour son effet myorelaxant. Après injection intraveineuse de propofol (Rapinovet(c), 5 mg/kg), l’animal est intubé et placé sous relais gazeux d’isoflurane. 80 ml de liquide purulent très hémorragique sont prélevés. Un cliché radiographique permet de contrôler le bon positionnement du drain.

→ L’aspiration continue n’est pas nécessaire dans la plupart des cas de pyothorax félins. Un drain fermé avec aspiration ponctuelle et lavage toutes les 4 heures pendant les premières 24 à 48 heures est préféré. Des lavages thoraciques avec du NaCl 0,9 % tiédi sont instaurés deux fois par jour : 25 ml sont injectés sur 5 minutes, laissés en place 10 minutes, puis réaspirés lentement.

Des complications inhérentes au drain thoracique (pneumothorax, mauvais drainage résultant d’un placement incorrect, d’une obstruction ou d’adhérences, œdème sous-cutané ou abcès, ou encore abcès de la plèvre en regard du site d’insertion du drain) peuvent apparaître. Elles sont surveillées par quantification et qualification (couleur, cytologie) du liquide de drainage et inspection du site d’insertion du drain. Le liquide pleural recueilli au cours de l’hospitalisation est de plus en plus clair. La production du drain est estimée alors à 3,3 ml/kg/h, soit 79,2 ml/kg/j.

Nursing et gestion de la douleur

Durant l’hospitalisation, un score de douleur est réalisé aux 4 heures ainsi qu’une appréciation de la courbe respiratoire pour injecter au besoin du butorphanol à 0,1 à 0,3 mg/kg par voie intraveineuse. L’examen clinique et la saturation en oxygène sont surveillés toutes les 4 heures car des complications sont susceptibles de survenir (décompensation respiratoire, sepsis, syndrome de réponse inflammatoire systémique).

7. Évolution

Face à la régression de la dyspnée et à l’amélioration de l’appétit, le drain est retiré 66 heures après sa pose (^{tableau 1}). Il produit alors moins de 2 ml/kg/j. Une radiographie de contrôle est réalisée 6 jours après l’admission : l’épanchement pleural résiduel est minime (^{photo 5}).

L’animal est rendu à ses propriétaires après 6 jours d’hospitalisation. L’antibiothérapie est poursuivie pendant 6 semaines. Du méloxicam est utilisé pour ses propriétés anti-inflammatoire et analgésique périphériques (Metacam®, 0,1 mg/kg/j per os) pendant 3 jours. Au contrôle 6 semaines plus tard, l’animal ne présente plus de signes cliniques.

DISCUSSION

Le pyothorax, ou empyème thoracique, se définit comme une infection de l’espace pleural caractérisée par l’accumulation d’un exsudat purulent [²].

1. Épidémiologie

Le pyothorax affecte préférentiellement les jeunes chats (de 4 à 6 ans). La présence de congénères dans le foyer est un facteur de risque ayant deux origines : la plus grande probabilité de bagarres et la prédisposition à des infections respiratoires [¹¹]. Une immunodéficience associée à l’infection par les virus FIV et FeLV semble favoriser l’apparition d’un pyothorax chez le chat. C’est pourquoi le statut est évalué dans le cas présenté [¹¹]. L’accès à l’extérieur et le statut vaccinal ne paraissent pas impliqués.

2. Étiologie

La cause du pyothorax est identifiée dans moins de 14 % des cas chez le chien alors qu’elle est fortement suspectée dans 40 à 67 % chez le chat [⁴, ⁵, ¹¹]. Il arrive donc que le facteur étiologique initiateur du pyothorax ne soit pas élucidé chez le chat [⁵].

Chez le chat, les pyothorax sont souvent polymicrobiens et de composition similaire à la flore oropharyngée normale féline. L’aspiration de cette flore et la colonisation consécutive du tractus respiratoire inférieur seraient le mécanisme d’infection de la cavité pleurale le plus courant, retrouvé sur 78 % des cas (15 sur 17 chats) : aspiration péri-opératoire provoquant une bronchopneumonie, infection du tractus respiratoire supérieur colonisant le thorax et/ou migration parasitaire [², ⁴].

La flore oropharyngée peut gagner la plèvre par morsure ou par voie hématogène depuis une blessure distante.

N’ayant retrouvé aucune blessure dans le cas décrit, il est supposé que le pyothorax fait suite à une infection du tractus respiratoire supérieur.

Moins de 20 % des cas de pyothorax félins sont dus à des agents infectieux autres que ceux composant la flore oropharyngée. Les causes évoquées sont alors une migration d’un corps étranger végétal, une plaie thoracique pénétrante non associée à une morsure par un congénère, une inhalation d’aérosols ou de poussière, une diffusion par voie hématogène ou lymphatique d’un foyer infectieux distant (sepsis), une perforation de l’œsophage, de la trachée ou des bronches, ou une migration de parasites [², ⁴].

Des populations mixtes de bactéries extracellulaires et intracellulaires sont souvent visualisées [¹²]. Pasteurella spp. est l’organisme le plus souvent retrouvé dans les pyothorax de chat [⁵]. Actinomyces spp. est rencontré dans 10 à 15 % des cas [⁴, ¹¹, ¹²] et signe souvent la migration d’un corps étranger végétal.

3. Diagnostic et examens complémentaires

Lors du recueil de l’anamnèse sont rapportées essentiellement une dysorexie (81 à 83 %), une dyspnée (59 à 77 %) et une léthargie (56 à 80 %) [³, ⁹].

Le diagnostic est essentiellement clinique, radiographique et cytologique, après thoracocentèse (^{tableau 2}).

Bilan sanguin

Les anomalies sanguines pouvant être rencontrées dans les différentes études sont une leucocytose neutrophilique (36 %), une hypoalbuminémie avec une hyperglobulinémie (36 %) et une augmentation des protéines totales (16 %).

Examen radiographique

L’épanchement n’est unilatéral que dans 25 % des cas [³, ⁴].

Analyse de l’épanchement pleural

Les liquides d’épanchement recueillis doivent être analysés pour confirmer le pyothorax (^{tableau 3}). Dans ce cas, le liquide est souvent trouble et purulent. La densité, l’hématocrite et le taux de protéines permettent en général de conclure à un exsudat. L’analyse cytologique (typage et comptage cellulaires, présence de bactéries) affine le diagnostic : le pyothorax se caractérise par une grande quantité de polynucléaires neutrophiles associés à des bactéries. L’aspect hémorragique est retrouvé dans la moitié des cas : un hémothorax doit faire partie du diagnostic différentiel [⁵].

Des bactéries sont observées sur 80 % des examens cytologiques d’épanchements pleuraux, comme dans le cas étudié : dans 38 % des cas, il s’agit d’une population bactérienne mixte et dans 41 % des cas, de bactéries intracellulaires [⁴]. Les cultures bactériologiques sur ces mêmes liquides d’épanchement ne sont positives que dans 69 % des cas. Dans notre cas, la culture se révèle stérile. Comment expliquer l’absence de concordance des résultats cytologiques et bactériologiques, retrouvée également ici ? Cette différence peut s’expliquer soit par des faux positifs lors de la lecture de la lame de cytologie (précipitation de colorants, débris cellulaires), soit par des faux négatifs à la culture (traitement antibiotique déjà reçu, conditions de mise en culture de certaines bactéries non optimales : agents pathogènes anaérobies par exemple) [⁵].

4. Modalités du traitement médical

Tranquillisation et oxygénothérapie

Dans certaines études, les chats meurent au cours de l’examen clinique d’admission ou peu après, ce qui souligne l’importance de la stabilisation clinique dès la réception de l’animal [⁴]. La détresse respiratoire occasionnée par le pyothorax nécessite souvent une sédation à l’admission de l’animal, puis des bolus réguliers au cours de l’hospitalisation au besoin : le butorphanol à la dose de 0,1 à 0,3 mg/kg est une molécule de choix. L’animal doit être placé sous oxygène soit au moyen de sondes nasales, soit en cage à oxygène si l’animal tolère mal les manipulations.

Nursing

En excluant les chats euthanasiés à l’admission, plus de 60 % des individus qui meurent ou qui sont euthanasiés pour pyothorax le sont durant les 48 premières heures après l’admission [⁴, ⁵, ¹¹]. Une décompensation respiratoire, un sepsis ou un syndrome de réponse inflammatoire systémique (SIRS) pourraient contribuer à ces morts [³]. Une surveillance rapprochée est indispensable : évaluation des fréquences respiratoire et cardiaque, température rectale, numération leucocytaire (critères de suspicion de SIRS). Si une dysorexie est retrouvée, une sonde naso-œsophagienne est posée. La température rectale doit être surveillée et des mesures de réchauffement sont mises en place en cas d’hypothermie (tapis chauffant, couverture de survie).

Drainage de l’espace pleural : thoracocentèse ou drain ?

La majorité des études montre qu’un drainage de l’espace pleural est nécessaire pour diminuer la charge bactérienne et surtout faciliter la ventilation [³].

La thoracocentèse représente un geste d’urgence en cas de dyspnée très importante. Bien que des thoracocentèses simples ou répétées associées à un traitement antibiotique aient montré leur efficacité dans certaines études, un taux de mortalité de 50 à 80 % est rapporté [³]. La mise en place d’un drain thoracique est simple, peu coûteuse, permet un drainage de qualité supérieure et semble en général bien tolérée par l’animal. Cette technique est d’ailleurs recommandée par plusieurs sources [⁴, ¹¹]. La thoracocentèse est cependant préférée dans certaines situations : lorsque l’épanchement est de faible volume ou que la cause primaire est une pneumonie.

→ La plupart des épanchements thoraciques sont bilatéraux chez les carnivores domestiques (71 % chez le chat), ce qui recommande, dans certaines études, l’emploi immédiat de deux drains thoraciques [⁴, ⁵]. Cela permettrait de réaliser une seule anesthésie en assurant un drainage efficace de la cavité pleurale [⁴]. Les cavités pleurales droite et gauche semblent communiquer par un médiastin perforé [⁸]. En général, un seul drain thoracique suffit pour drainer les deux hémi-thorax. Cela a été le cas du chat étudié. Cependant, dans le cas des pyothorax, le caractère granuleux ou floconneux du liquide d’épanchement et l’épaississement pleural inflammatoire peuvent limiter le drainage de la cavité thoracique controlatérale [⁴, ⁸]. La décision de placer un ou deux drains est donc fonction du volume, de l’aspect et de la distribution de l’épanchement sur les radiographies thoraciques initiales et de contrôle.

→ Le lavage thoracique est classiquement réalisé chez le chien, mais reste controversé chez le chat [⁸, ¹¹]. Des lavages thoraciques intermittents sont cependant recommandés dans certaines études [⁴, ¹⁰]. Des solutions isotoniques stériles et tiédies de NaCl 0,9 % ou de lactate de Ringer sont instillées lentement à la dose de 10 à 25 ml/kg, laissées en place pendant une dizaine de minutes, puis réaspirées [⁴, ¹⁰]. Plus de 75 % du volume instillé doivent être récupérés, le reste est absorbé par l’animal. Aucune étude ne démontre clairement l’avantage de réaliser un lavage thoracique lors de la mise en place des drains. Demetriou et coll. montrent que le recours à des lavages thoraciques diminue la durée de mise en place du drain de 8 à 5 jours, mais l’étude porte à la fois sur des chiens et des chats et sur un nombre de témoins trop faible pour prétendre à des résultats significatifs [⁵]. Dans le même essai, la fréquence quotidienne des lavages ne semble pas affecter la durée de mise en place du drain. Les bénéfices théoriques de ces lavages seraient de faciliter le drainage pleural, de contribuer à la rupture des adhérences par la force hydraulique et de diluer la charge microbienne, ainsi que les médiateurs de l’inflammation. Un essai rapporte un cas d’hypokaliémie à 2,3 mmol/l lors d’une administration intrapleurale de lactate de Ringer à la dose de 50 ml/kg chez un chat [⁴]. Un risque d’hypoprotéinémie existe lors de lavages trop fréquents. Dans le cas étudié, des lavages ont été pratiqués, qui n’ont pas entraîné de complications.

→ L’administration d’agents fibrinolytiques par voie intrapleurale à travers le drain thoracique comme la streptokinase ou l’urokinase a été utilisée dans le traitement des empyèmes en médecine humaine dans l’objectif d’améliorer le drainage, de diminuer les adhérences fibreuses ou fibrineuses, et de prévenir ainsi les compartimentations pleurales [⁸]. Plus récemment, leur efficacité a été remise en question et leur emploi systématique abandonné. En médecine vétérinaire, l’emploi de ces agents a été décrit, mais jamais évalué [³]. L’adjonction d’héparine à la dose de 1 500 UI/100 ml de solution de lavage pourrait être bénéfique car elle limite les dépôts de fibrine [⁸].

→ Une analgésie est recommandée après la mise en place d’un drain thoracique. Une analgésie intrapleurale par le drain thoracique à base de bupivacaïne plus ou moins de la lidocaïne a été utilisée. Cependant, ces “blocs pleuraux” doivent être évités chez les individus présentant une atteinte pulmonaire majeure car ils peuvent potentiellement entraîner une paralysie du diaphragme. Les opioïdes par voie systémique sont recommandés [³].

→ Auparavant, le retrait du drain s’effectuait généralement lorsque la production quotidienne était comprise entre 1 et 2 ml de liquide/kg/j, ce qui correspond à la production de la plèvre liée à l’irritation engendrée par le drain [⁴]. Selon les études, le drain thoracique restait en place en moyenne 5 à 7 jours [⁴, ⁵, ¹¹]. Cette limite de 2 ml/kg/j est actuellement remise en cause : l’amélioration de l’état clinique de l’animal prime (le retrait plus précoce du drain n’entraîne aucune différence significative quant au temps d’hospitalisation ou aux éventuelles complications) [⁹].

Antibiothérapie

→ Un traitement antibiotique par voie générale doit être associé au traitement local. Le choix du traitement antibiotique initial est empirique et est fondé sur la cytologie du liquide pleural recueilli. Le traitement est initié une fois le prélèvement bactériologique réalisé. Les pénicillines sont souvent administrées en première intention pour leur innocuité, leur large spectre et leur activité pleurale, seules ou associées au métronidazole pour son activité sur les agents pathogènes anaérobies [⁴, ⁵].

Le traitement est modifié en fonction des résultats de la mise en culture du liquide pleural et de l’antibiogramme obtenu. L’antibiothérapie dirigée contre les anaérobies doit être poursuivie, même si la culture n’en a pas mis en évidence : des faux négatifs sont rencontrés car l’isolement des anaérobies n’est pas techniquement optimal [⁸]. La durée moyenne du traitement est estimée entre 5 et 7 semaines chez le chat [⁴, ⁵].

→ Des administrations antibiotiques intrapleurales ont longtemps été conseillées en médecine humaine et sont maintenant abandonnées. La voie intraveineuse offre un niveau de diffusion tissulaire comparable. Dans une étude de 1964, il apparaît que le taux de mortalité est parallèlement augmenté avec l’utilisation d’antibiotiques par voie intrapleurale chez le chat. Au contraire, dans une autre étude, le drain pleural ne reste en place que 4,8 jours avec un traitement antibiotique intrapleural, contre 6,3 jours sans, mais ces résultats ne sont pas statistiquement significatifs et se fondent sur un échantillon mixte de chats et de chiens [⁵].

→ Le traitement des infections anaérobies associé à la présence de tissus dévitalisés requiert des doses importantes d’antibiotiques sur une large période car un risque de rechute est présent. Une fois que le malade mange et que son état clinique est satisfaisant, les traitements oraux peuvent se substituer aux injections intraveineuses. La durée moyenne du traitement est longue. Elle est estimée entre 5 et 7 semaines chez le chat, comme le prouve ce cas [⁴, ⁵].

5. Quand opter pour l’intervention chirurgicale ?

→ Certains pyothorax revêtent des indications chirurgicales : la détection d’une lésion pulmonaire localisée (abcès, tumeur) ou médiastinale ; l’échec du traitement médical, avec persistance de l’épanchement 3 à 7 jours après la pose du drain ; l’apparition d’un pneumothorax associé à l’épanchement purulent, évoquant une brèche pulmonaire ou un développement d’obstructions de drains thoraciques dues à des adhérences pleurales. La voie d’abord communément utilisée est sternale. L’objectif d’une thoracotomie exploratrice est d’identifier et de traiter la cause primaire du pyothorax (retirer le corps étranger végétal, le lobe pulmonaire abcédé), de débrider et de réséquer les tissus fibreux ou nécrosés, de briser les adhérences fibreuses ou fibrineuses qui compartimentent la cavité pleurale et gêne son drainage, de réduire la concentration bactérienne par des lavages in situ, de permettre une meilleure pénétration des antibiotiques et de s’assurer du bon positionnement des drains thoraciques. Certains auteurs mentionnés par McPhail en 2007 préconisent une intervention chirurgicale en cas d’isolement d’Actinomyces spp. suggérant une très forte suspicion de corps étranger végétal.

→ La thoracoscopie ou chirurgie thoracoscopique vidéo-assistée, peu invasive, est une solution alternative à la chirurgie permettant de débrider, de drainer complètement la cavité et de mettre en place des drains thoraciques [⁸]. Cette technique prometteuse est décrite en médecine humaine.

6. Pronostic

Le pronostic des pyothorax est très variable. Le taux de mortalité les chiens et les chats confondus oscille entre 0 et 42 %. Cependant, les animaux sont encore souvent euthanasiés sans essai de traitement en raison de contraintes financières ou de l’annonce de possibles récidives [⁸]. Les taux de réussite des études incluant uniquement des chats oscillent entre 66 et 78 %. Le taux de récidive varie entre 5,8 et 14 % [⁴, ¹¹]. Il est difficile de prévoir réussite et récidives, mais quelques indicateurs peuvent être employés. Deux facteurs semblent significativement annonciateurs d’un pronostic assombri : une hypersalivation et une bradycardie. La concentration en cholestérol sanguin est significativement plus basse chez les chats survivant à l’épisode de pyothorax, ce qui constitue un facteur pronostique éventuel [¹¹].

Conclusion

Si le diagnostic de pyothorax n’est pas un piège, le choix de la stratégie est encore l’objet de controverses. Il convient de retenir qu’il s’agit d’une affection grave qui nécessite une surveillance permanente du chat au moins dans les 48 premières heures. Un traitement médical associant drainage pleural et antibiothérapie de longue durée se révèle souvent efficace. La chirurgie est parfois nécessaire. La thoracoscopie apparaît comme une option reconnue dans la gestion des pyothorax du chat.

Références

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