Prélèvement du cordon ombilical et de sang placentaire - Pratique Vétérinaire Equine n° 175 du 01/07/2012
Pratique Vétérinaire Equine n° 175 du 01/07/2012

Fiche technique

Auteur(s) : Tatiana Vinardell*, Stéphane Maddens**, Florent David***

Fonctions :
*DVM, IPSAV, MSc, PhD
Trinity Centre for Bioengineering, Trinity College Dublin, Dublin 2, Ireland
Veterinary Nursing, School of Veterinary Medicine, University College Dublin, Belfield, Dublin 4, Ireland
**PhD, PharmD
Vetbiobank, Campus vétérinaire, 1, avenue Bourgelat, 69280 Marcy L’Étoile, France
***DVM, MSc, Dipl. ACVS & ECVS, ECVDI Assoc., Dipl. ACVSMR
Large Animal Surgery, Veterinary Clinical Studies, School of Veterinary Medicine, University College Dublin, Belfield, Dublin 4, Ireland.

Les cellules souches néonatales peuvent être obtenues soit à partir du tissu conjonctif entourant les vaisseaux du cordon ombilical (gelée de Wharton), soit à partir du sang placentaire à l’intérieur du cordon ombilical [1, 4]. Si le prélèvement du sang placentaire et celui du cordon ombilical sont envisagés conjointement lors d’un même poulinage, le prélèvement du sang placentaire doit s’effectuer en premier. Actuellement plusieurs laboratoires européens comme Vetbiobank SAS (Lyon, France) et Protectas Health (Dublin, Irlande) proposent, de manière commerciale, un service d’extraction et de mise en culture de cellules souches mésenchymateuses à partir respectivement de prélèvement de cordon ombilical ou de sang placentaire. Ces compagnies stockent plusieurs doses de cellules souches en vue d’une utilisation future pour soigner une lésion. Dans seulement 60 % des cas, le sang placentaire contient des cellules souches mésenchymateuses, ce qui en fait une source un peu moins intéressante [2]. Dans cette fiche technique, les différents types de prélèvements sont décrits pour une application sur le terrain.

Moment de la collecte

Le cordon ombilical et son sang sont collectés au moment de la mise bas de la jument. Idéalement, cet acte doit être effectué par un vétérinaire, en respectant les règles d’asepsie afin d’optimiser la qualité bactériologique du prélèvement. Comme il est difficile de prédire le moment exact de la mise bas, le vétérinaire peut ne pas être sur place et disponible au moment de la mise bas, ce qui pourrait gâcher l’opportunité de collecte de sang placentaire et/ou de cordon ombilical. Il est donc important, dans les grosses structures d’élevage où il existe du personnel dédié à la mise bas, qu’un professionnel de l’équipe de poulinage soit formé par le vétérinaire traitant pour collecter le cordon et le sang en respectant des règles d’hygiène de base dans le cas où le vétérinaire ne puisse pas être sur place pour effectuer lui-même la collecte.

Préparation à la collecte

Dans la majorité des cas, les compagnies qui proposent ce service fournissent un kit de prélèvement qui contient tous les instruments et consommables nécessaires à la collecte afin d’optimiser la qualité du prélèvement (photo 1). Lors de collecte du cordon ombilical et du sang placentaire, ce dernier est toujours collecté en premier.

• Sang placentaire : le site de ponction du cordon ombilical est soigneusement désinfecté à l’aide de compresses imbibées avec de la chlorhexidine, puis de l’alcool à 70 %. Chaque nettoyage est réalisé pendant 10 secondes et ce cycle est répété trois fois [1]. Alternativement, une solution alcoolisée de chlorhexidine peut être utilisée.

• Cordon ombilical : la portion de cordon ombilical à prélever est désinfectée de la même manière que pour une ponction de sang placentaire.

Prélèvement

Avant de commencer tout type de prélèvement (sang placentaire ou cordon ombilical) et si le cordon ne s’est pas rompu spontanément lors de la poussée finale, il est conseillé de laisser tranquille la jument et son poulain pendant 2 à 3 minutes. En effet, un transfert significatif de sang entre la mère/placenta et le nouveau-né s’effectue juste après le passage des hanches du poulain [3]. Il est peu probable que ce délai de 2 à 3 minutes affecte la qualité des prélèvements de sang placentaire ou de cordon ombilical. Ce petit laps de temps permet à l’opérateur de se laver les mains et de se préparer pour la ou les procédure(s) de collecte.

Sang placentaire

Dans les cas où le cordon ombilical se rompt spontanément lors du poulinage, il convient de placer un clamp à l’extrémité rompue pour faciliter la procédure (maintien sous tension du cordon et distension de la veine ombilicale) (photos 2a et 2b). Le sang est collecté à la veine ombilicale à l’aide d’une seringue héparinée montée sur une aiguille de gros diamètre (14 à 18 G). Idéalement, une poche de prélèvement de sang placentaire à usage humain peut être utilisée. Elle contient déjà un anticoagulant (citrate phosphate dextrose). Elle doit être placée en position déclive et massée au fur et à mesure de l’introduction du sang placentaire. Lorsque le flot sanguin diminue, le cordon peut être massé à la main.

Cordon ombilical

Une première ligature ou un clamp (qui reste sur la portion de cordon prélevée et au niveau ombilical) est placé(e) à 6 à 8 cm de l’ombilic du poulain, au-dessus de la zone nacrée qui correspond à la zone naturelle de rupture. Le cordon peut se rompre spontanément lors du poulinage (ce qui facilite la tâche car le poulain n’est plus connecté et donne de l’espace à l’opérateur) ou l’être manuellement au niveau de la zone nacrée. Dans le cas d’une hémorragie ombilicale, ce qui est rare lorsque la rupture s’effectue par étirement au niveau de la zone nacrée, la mise en place immédiate d’un clamp ou d’une ligature est recommandée avant de poursuivre la collecte, car les réserves sanguines d’un poulain nouveau-né sont limitées.

Une deuxième ligature ou un clamp (qui reste sur la portion de cordon prélevée et du côté placentaire) est placé(e) à 15 à 20 cm de distance du premier clamp (photo 3). Enfin, une troisième ligature ou clamp (qui subsiste chez la jument jusqu’à ce qu’elle délivre son placenta) est placé(e) 1 ou 2 cm au-dessus de la précédente pour éviter une hémorragie d’origine placentaire tant que le placenta n’est pas expulsé. Un scalpel à usage unique est utilisé pour séparer la portion de cordon ombilical à prélever entre les deux dernières ligatures ou clamps placé(e)s.

Devenir des prélèvements

Les étapes suivantes sont réalisées en dehors du box.

La portion du cordon ombilical prélevé est nettoyée par trois lavages successifs au minimum avec une solution isotonique stérile de NaCl 0,9 % (photos 4 et 5). Ensuite, le cordon est placé intact avec ses clamps ou ligatures dans un conteneur adapté pour le conditionnement et le transport des tissus/organes. Ce conteneur contient un liquide de transport physiologique additionné d’un cocktail d’antibiotiques (pénicilline 100 UI/ml, streptomycine 0,1 mg/ml, amphotéricine B 0,25 µg/ml et gentamicine 0,1 mg/ml) dont le spectre d’action est adapté au microbisme ambiant [4].

Dans les cas où le prélèvement de sang placentaire est également effectué, la seringue ou la poche contenant le sang placentaire et le conteneur avec le cordon ombilical sont placés dans un réfrigérateur à 4 °C pour minimiser le développement bactérien jusqu’à expédition du prélèvement au laboratoire. L’expédition a lieu dès le lendemain matin ou le même jour, si le poulinage se passe en journée. Le laboratoire va traiter le prélèvement et en extraire les cellules souches mésenchymateuses de cordon et/ou de sang placentaire.

Références

  • 1 – Bartholomew S, Owens SD, Ferraro GL et coll. Collection of equine cord blood and placental tissues in 40 thoroughbred mares. Equine Vet. J. 2009;41:724-728.
  • 2 – Bieback K, Kluter H. Mesenchymal stromal cells from umbilical cord blood. Current stem cell research & therapy. 2007;2:310-323.
  • 3 – Rossdale PD, Mahaffey LW. Parturition in the Thoroughbred mare with particular reference to blood deprivation in the newborn. Vet. Rec. 1958;70:142-152.
  • 4 – Toupadakis CA, Wong A, Genetos DC et coll. Comparison of the osteogenic potential of equine mesenchymal stem cells from bone marrow, adipose tissue, umbilical cord blood, and umbilical cord tissue. Am. J. Vet. Res. 2010;71:1237-1245.
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