Gestion d’un foyer associé à l’herpèsvirus équin 1 dans un haras d’élevage

Huit types d’herpèsvirus affectent les équidés domestiques [³]. Parmi eux, l’herpèsvirus équin 1 (HVE-1) peut être associé à des syndromes respiratoires, à des avortements, à des maladies ­néonatales et à des myélo-encéphalopathies. HVE-1 est particulièrement important par ses répercussions cliniques (syndrome respiratoire aigu avec toux et jetage, syndrome nerveux, avortements), épidémiologiques (contagion) et économiques (avortements, mortalité néonatale, soins lourds et coûteux, interruption des programmes d’entraînement, restriction des mouvements pour la reproduction ou les compétitions) [⁷]. Lors de foyers, le virus se transmet rapidement par contact direct de cheval à cheval, par le matériel et le personnel, avec une morbidité, voire une mortalité importante, dans les formes nerveuses [⁵]. L’infection a généralement lieu dans les premiers mois de vie. Elle peut ensuite rester à l’état latent puis être réactivée lors d’une période de stress, et ainsi être à l’origine des symptômes cliniques et de l’excrétion de virus [¹]. La meilleure façon de lutter contre les infections à HVE-1 réside dans l’application de mesures sanitaires strictes et la détection la plus précoce possible du premier cas afin de l’isoler (^{figure 1}) [¹]. La confirmation des cas est aujourd’hui réalisée par polymerase chain reaction (PCR), ce qui permet d’obtenir de façon très rapide un diagnostic de certitude [¹⁰]. Cette approche réalisée sur écouvillon nasal et sang (EDTA) a été confirmée lors de la réunion de consensus de l’ACVIM en 2009 et validée lors de l’épisode, survenu dans le Nord de la France en 2009 [⁷, ⁹].

Cet article a pour objet de décrire un passage d’HVE-1 dans un haras qui a entraîné les différentes formes de la maladie, et de montrer les moyens mis en œuvre pour prévenir la propagation du virus.

Description clinique du foyer

Cette étude concerne un haras d’élevage, en Normandie, de 169 chevaux pur-sang, dont 60 juments poulinières (44 suitées et 16 non suitées), 44 foals et 65 yearlings.

Les juments et les foals sont gardés sur un premier site et séparés en six lots (^{figure 2}). Les juments sont vaccinées contre la grippe biannuellement et contre la rhinopneumonie à 5, 7 et 9 mois de gestation. De plus, des foyers d’HVE-1 ayant été rapportés à l’étranger, toutes les juments revenues de l’étranger ont reçu un rappel avant leur retour. Les foals n’ont pas encore reçu leur primovaccination.

Les yearlings sont sur un deuxième site à quelques kilomètres de distance. Une primovaccination contre la grippe et la rhinopneumonie leur a été administrée (à T = 0, T = 1 mois et T = 6 mois).

Cas neurologiques

Premier cas : jument A

• À J0 (fin août), une jument poulinière de 12 ans, gestante et suitée (lot 1), est retrouvée au pré en décubitus latéral, incapable de se lever. Elle semble s’être traînée à terre sur une dizaine de mètres. L’examen clinique révèle une température rectale normale (37,2 °C), une tachycardie à 80 battements par minute, des muqueuses pâles, un temps de recoloration capillaire augmenté à 2 secondes et des bruits digestifs diminués. Les masses musculaires des fesses et des cuisses sont dures et douloureuses. La jument présente de nombreuses escarres et plaies sur la cuisse, le jarret, les boulets du côté droit et sur la tête. L’examen neurologique montre un état mental altéré (alternance de phases d’abattement et d’excitation), une perte du tonus de la queue, une diminution du tonus anal et de la sensibilité des postérieurs (^{tableau 1}).

• La jument étant agitée, elle reçoit une tranquillisation (détomidine à 0,01 mg/kg et butorphanol à 0,01 mg/kg). Un cathéter intraveineux est mis en place et le cheval est perfusé avec du Ringer lactate (10 l). Il reçoit également une perfusion de diméthylsulfoxyde (DMSO) à 10 % (à 1 mg/kg), des anti-inflammatoires non stéroïdiens ou AINS (flunixine méglumine à 1 mg/kg), des corticoïdes (dexaméthasone à 0,1 mg/kg) et des antibiotiques (cefquinone à 2 mg/kg). La jument est tournée toutes les 3 heures et les plaies sont traitées localement.

• Les numération et formule sanguine sont normales, mis à part une hémo­concentration. La biochimie révèle une augmentation modérée des enzymes musculaires (créatine kinase à 5 000 U/l et aspartate aminotransférase à 978 U/l), probablement secondaire au décubitus, ainsi qu’une légère hypocalcémie (90 mg/kg).

• Les perfusions sont poursuivies avec une supplémentation en calcium et en glucose (100 ml de gluconate de calcium et 200 ml de glucose à 30 % par poche de 5 l de Ringer lactate), à un rythme de 5 l toutes les 4 heures. La jument reçoit une injection de vitamine E et de sélénium.

• Un périmètre de sécurité est placé autour de la jument qui n’est pas déplaçable. Celle-ci est manipulée avec gants, blouses et surbottes. Il a été décidé de ne pas déplacer les chevaux. Chaque lot est resté là où il était. Un pédiluve est placé à l’entrée du pré.

• Huit heures plus tard, la jument présente un nystagmus. Elle reçoit alors une perfusion de mannitol à 20 % (à 1 g/kg). Cependant, les phases d’agitation deviennent de plus en plus fréquentes et l’animal répond moins bien aux tranquillisants.

Le nystagmus persiste et la jument présente une raideur généralisée puis des convulsions. Il est alors décidé de l’euthanasier (14 heures après l’avoir trouvée au pré). Une ponction de liquide céphalo-rachidien (LCR) au site atlanto-occipital est réalisée immédiatement après la mort (^{photos 1a} et ^1b). HVE-1 est détecté par PCR sur LCR et sur encéphale/moelle épinière après autopsie. Le typage révèle qu’il s’agit d’une souche neuropathogène.

Second cas : jument B

• Douze heures après le début des signes chez la première jument (A), une autre jument (B) du même lot (lot 1), âgée de 11 ans et gestante de 3,5 mois, présente un abattement marqué, des tremblements, une sudation, une augmentation du polygone de sustentation et une forte incoordination des membres postérieurs. Elle est isolée au box avec son foal et manipulée en dernier avec gants, blouses et surbottes dédiés. Elle reçoit immédiatement une perfusion de Ringer lactate (5 l, 5 fois/j), une perfusion de DMSO à 10 %, des AINS (flunixine à 1 mg/kg par voie intraveineuse, 2 fois/j pendant 2 jours), des corticoïdes (dexaméthasone à 0,1 mg/kg par voie intraveineuse, 1 fois/j durant 4 jours, puis à 0,05 mg/kg pendant 7 jours) et des antibiotiques (triméthoprime-sulfadimidine à 2,5 mg/kg par voie intraveineuse, 2 fois/j).

Huit heures après le début des signes, la jument n’a ni fait de crottins ni uriné. Le rectum est vidangé et un sondage urinaire permet de retirer 7 litres d’urine (^{photo 2}). Ces opérations sont répétées trois fois par jour.

• Aucune anomalie n’est détectée lors des examens hématologique et bio­chimique. Un écouvillon nasopharyngé et une prise de sang sur EDTA pour recherche de HVE-1 par PCR sont envoyés au laboratoire. Une souche de HVE-1 neuropathogène a été détectée. Une déclaration au Réseau d’épidémiosurveillance en pathologie équine (Respe) a été effectuée simultanément à l’envoi des prélèvements et une alerte lancée dès le diagnostic réalisé.

• Aucun autre cheval n’a été déplacé. Les animaux sont restés en lot dans la pâture initiale. Chaque lot est manipulé avec des gants, des blouses et des surbottes dédiés. Des pédiluves sont placés à l’entrée de chaque pâture. Les roues des voitures circulant dans le haras ainsi que celles des voitures sont désinfectées en sortant.

• Quarante-huit heures après le début des signes cliniques, l’état de la jument commence à s’améliorer. Elle est plus alerte, recommence à manger et passe des crottins seule. Elle est ataxique grade 3/5 des membres postérieurs et grade 2/5 des antérieurs. Cinq jours plus tard, elle présente des mictions normales et une régression de l’ataxie (grade 2/5 des membres postérieurs). La jument B est redevenue normale un mois après l’épisode aigu. À ce moment, elle était toujours gestante.

Cas respiratoires

• Entre J7 et J10, 5 poulains du lot 1 et un poulain du lot 2 présentent de l’hyperthermie et du jetage. Un syndrome viral ou un passage de gourme sont suspectés. Les traitements mis en place dépendent de la sévérité des signes cliniques. Les poulains avec une hyperthermie supérieure à 39,5 °C reçoivent une dose d’anti-inflammatoires (flunixine méglumine à 0,3 mg/kg par voie intraveineuse ou aspirine à 17 mg/kg par voie orale). Les poulains reçoivent également des mucolytiques (bromhexine à 0,5 mg/kg par voie orale, 1 fois/j). Ceux présentant une hyperthermie persistante (durant plus de 48 heures) ou des signes plus sévères (toux marquée, anomalie à l’auscultation pulmonaire) reçoivent des antibiotiques (triméthoprime-sulfadiazine à 5 mg/kg par voie orale, 1 fois/j). Des écouvillons nasopharyngés sont réalisés chez ces poulains et un large screening est effectué chez les chevaux des différents lots en raison du contexte (^{photo 3}). Des poulains et des juments des lots 1, 2 et 4 sont positifs alors qu’aucun cheval ne l’est dans les lots 3, 5 et 6.

• Il est alors décidé de suivre l’évolution de la charge virale au sein des lots 1, 2 et 4 par PCR sur des prélèvements de sang (tube EDTA) et des écouvillons nasopharyngés (^{figure 3}). La charge virale peut être estimée par PCR en utilisant une gamme préalablement établie contenant différentes concentrations de particules virales (de 10² particules virales/ml à 10⁹ particules virales/ml). La charge virale mesurée chez les poulains positifs varie de moins de 200 particules virales/ml à 10⁷ particules virales/ml dans les écouvillons nasopharyngés. Les valeurs mesurées dans le sang sont inférieures à celles mesurées dans les écouvillons nasopharyngés et il n’existe pas toujours de corrélation dans la détection du virus entre ces deux compartiments biologiques. Le suivi des poulains 1 et 2 montre l’intérêt de prélever les chevaux au contact (^{tableau 2}). En effet, si le poulain 1 était positif à J7, le poulain 2 était négatif. La charge virale du poulain 1 est très élevée et permet d’apprécier le risque de contagion. Le poulain 2 a présenté un signal positif la semaine suivante et sa charge virale a augmenté de façon significative à J21 avant de diminuer à J28, pour ne plus être détectable à J42. Le suivi de la charge virale par PCR a permis de suivre la circulation du virus, mais surtout de s’assurer que l’ensemble des poulains du lot 1 n’étaient plus porteurs après 7 semaines d’isolement et de retrouver ainsi un mode de gestion normal au sein du haras.

Avortements

• Entre 4 et 5 mois après les premiers cas de myélo-encéphalopathie à HVE-1 (EMH), 1 jument (C) du lot 1 et 2 juments (D et E) du lot 4 ont avorté et ont été confirmées positives à HVE-1 (souche non neuropathogène dans les deux cas). Les différents avortements ont été déclarés au Respe.

• Six mois après l’épisode nerveux, la jument B (9,5 mois de gestation) a présenté des signes d’avortement dystocique (perte des liquides et efforts expulsifs sans expulsion du poulain). La palpation intra-utérine du poulain a révélé une position antérieure dorsale avec la tête et les membres antérieurs fléchis. La position a été réduite debout sous épidurale. Le poulain était mort et ictérique. La délivrance a été immédiate et complète. La jument a reçu des antibiotiques (pénicilline-streptomycine à 22 000 UI/kg par voie intramusculaire, 1 fois/j durant 5 jours) et des AINS (flunixine méglumine à 0,5 mg/kg par voie intraveineuse, 2 fois/j pendant 3 jours). Un lavage utérin a été effectué le lendemain de l’avortement et était parfaitement propre. La jument a été de nouveau isolée au box et les mesures sanitaires décrites précédemment remises en place. L’autopsie du fœtus était caractérisée par une densification du parenchyme pulmonaire avec un œdème blanc interlobulaire. Une PCR positive sur le placenta et sur le foie/poumon a confirmé un avortement dû à HVE-1. Le typage de la souche a révélé qu’il s’agissait d’une souche neuropathogène. Ce type de souche avait été détecté sur la jument au moment où elle exprimait des symptômes neurologiques.

• La recherche d’HVE-1 a été réalisée sur écouvillon utérin de façon systématique à J + 8 et J + 30 pour les juments ayant avorté à HVE-1. La PCR à J + 8 était positive dans tous les cas et négative à J + 30 pour l’ensemble des juments testées. La jument B est partie en Irlande pour la saillie 5 semaines après l’avortement, elle a été gestante 2 mois après l’avortement et a pouliné à terme d’un poulain normal l’année suivante.

Dans l’effectif, le taux d’avortements cette saison-là a été de 10 % (6/60 juments). L’avortement à HVE-1 a été confirmé pour les juments B, C, D et E. En ce qui concerne les 2 autres juments, une suspicion d’infection ascendante à Enterobacter amnigenus a été confirmée dans un cas, et l’avorton non retrouvé dans l’autre cas. Aucun avortement n’a été à déplorer dans les lots 3, 5 et 6.

Aucun autre cas respiratoire, abortif ou nerveux, n’a été constaté par la suite.

• Pour la saison de poulinage suivante, il a été décidé que toutes les juments (même celles devant être saillies à l’étranger par la suite) resteraient au haras en France pour pouliner. Les juments à risque (positives ou ayant eu des foals positifs) ont été installées pour le poulinage dans la deuxième annexe du haras pour les isoler des autres. Toutes les juments ont été prélevées sur écouvillon nasal avant le départ à l’étranger ou avant la saillie en France, et un résultat négatif était impératif avant tout mouvement à l’extérieur du haras. Un rappel de vaccination a également été réalisé.

Discussion

Ce foyer est particulièrement intéressant puisqu’il est représentatif des risques encourus lors d’une infection à HVE-1 dans un haras et des mesures à mettre en œuvre pour maîtriser la contagion. Les trois formes de maladie causées par HVE-1 (respiratoire, nerveuse et abortive) sont observées sur une courte période au sein de ce haras de 170 pur-sang. Les deux types de souches d’HVE-1 identifiées à ce jour (neuropathogène et non neuropathogène) ont été retrouvés. Une souche neuropathogène a pu être détectée sur une jument (B) et son poulain mort-né. Cet épisode décrit pour la première fois les trois formes de la maladie, associées aux deux types de virus [⁴, ⁵, ⁷, ⁹, ¹⁰].

Gestion du foyer

Malgré des conséquences lourdes dans l’élevage (1 jument morte, 1 jument avec une sévère atteinte neurologique qui a nécessité des soins intensifs, 4 avortements et la limitation des mouvements), une gestion adaptée a permis de limiter la propagation de l’infection au sein du haras et à l’extérieur (^{tableau 3}). Pour cela, le diagnostic a d’abord été posé et confirmé rapidement, en envoyant les prélèvements appropriés au laboratoire, ce qui a permis d’identifier les lots “à risque”. Les chevaux affectés ont été isolés et manipulés avec gants, blouses et surbottes, et des zones délimitées ont été mises en place avec des pédiluves à chaque entrée/sortie. Les mesures n’ont été levées que lorsque l’ensemble des prélèvements réalisés sur chaque lot sont ressortis négatifs en PCR.

Vaccination

Sans certitude que la vaccination protège contre la forme nerveuse et malgré l’absence de consensus sur la conduite à tenir lorsque l’infection est déclarée, les chevaux ont malgré tout reçu un rappel de vaccination “rhinopneumonie” afin d’obtenir une réponse anamnestique rapide et d’espérer diminuer la virémie et l’excrétion du virus. En effet, le contrôle de la virémie semble être un élément critique dans la prévention des avortements et, de façon présomptive, de la maladie nerveuse [⁶].

Traitement

Le traitement contre la forme nerveuse est surtout composé de soins de support (hydratation, alimentation, gestion du décubitus, vidanges vésicale et rectale) et d’anti-inflammatoires non stéroïdiens et stéroïdiens. L’utilisation des corticoïdes a été controversée en raison du risque d’exacerbation de la réplication ou de réactivation du virus. Cependant, ces phénomènes ont été obtenus à des doses 10 fois supérieures à celles utilisées normalement [⁷, ¹¹]. Les traitements antiviraux ont démontré une certaine efficacité in vitro (aciclovir à 10 mg/kg par voie orale, 5 fois/j ou à 10 mg/kg par voie intraveineuse et valacyclovir à 30 mg/kg par voie orale, 3 fois/j), mais n’ont été que très peu testés chez des chevaux atteints. [², ⁷, ⁸, ¹¹].

Diagnostic

Au-delà de la confirmation du diagnostic, la PCR a été un outil de suivi et de caractérisation de la souche. Le suivi de la charge virale dans les différents lots a permis de s’assurer de l’absence du virus pour lever les mesures sanitaires. Bien que non décrite à ce jour à notre connaissance, la réalisation de PCR sur les écouvillons utérins (à J + 8 et J + 30) des juments qui ont avorté a également permis d’optimiser la gestion sanitaire et économique au sein du haras. Enfin, si le typage renseigne sur le type de souche détecté (neuropathogène ou non), il est nécessaire de rappeler ici que les mesures s’appliquent quelle que soit la souche détectée. Le typage renseigne sur le risque de transmission du virus⁽¹⁾.

Enfin, chaque fois que ce type d’épisode apparaît dans un élevage, la question de l’origine de la contamination se pose : s’agit-il d’une réactivation d’un virus latent (à la suite d’un stress : transport, traitement, etc.) chez le cheval index ou d’une contamination par un autre animal à la suite d’échanges ? Si dans cet épisode, le premier cas observé à J1 faisait suite au retour d’une jument de l’étranger, il n’a pas été possible à ce jour de tracer le virus pour trouver son origine. Des travaux sont en cours, en particulier par des approches de séquençages (Open Reading Frame 30 et 68), pour obtenir des informations complémentaires.

Conclusion

Ce foyer d’HVE-1 est la première description d’un foyer où les trois formes de la maladie sont observées sur une courte période de temps. L’outil PCR a contribué au diagnostic rapide et au suivi au sein du foyer. La coordination entre les différents acteurs de la filière équine (haras, vétérinaire, laboratoire Frank-Duncombe, Anses Dozulé et Respe) a permis la mise en place rapide des mesures sanitaires appropriées.

• (1) Voir l’article “Relation entre les myélo-encéphalopathies à herpèsvirus équin 1 et le génotype viral” de Pronost S et coll., dans ce numéro.

Références

• 1 – Allen JP. Risk factors for development of neurologic disease after experimental exposure to Equine Herpesvirus-1 in horses. Am. J. Vet. Res. 2008;69:1595-1600.
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• 3 – Davison AJ, Eberle R, Ehlers B et coll. The order Herpesvirales. Arch. Virol. 2009;154: 71-177.
• 4 – Goering LS, van Winden SC, van Maanen C et coll. Equine Herpesvirus type 1-associated myeloencephalopathy in The Netherlands: a four year restropective study (1999-2003). J. Vet. Intern. Med. 2006;20:601-607.
• 5 – Henninger RW, Reed SM, Saville WJ. Outbreak of neurologic disease caused by Equine Herpesvirus-1 at a university equestrian center. J. Vet. Intern. Med. 2007;21:157-165.
• 6 – Kydd JH, Wattrang E, Hannant D. Preinfection frequencies of equine herpesvirus-1 specific, cytotoxic T-lymphocytes correlate with protection against abortion following experimental infection of pregnant mare. Vet. Immunol. Immunopathol. 2003;96:207-217.
• 7 – Lunn DP, Davis-Poynter ND, Flamini MJBF et coll. Equine Herpesvirus-1 Consensus Statement. J. Vet. Intern. Med. 2009;23:450-461.
• 8 – Maxwell LK, Bentz BG, Bourne et coll. Pharmacocinetics of valacyclovir in the adult horses. J. Vet. Pharmacol. Ther. 2008;31:312-320.
• 9 – Pronost S, Legrand L, Pitel PH et coll. Outbreak of equine herpesvirus myeloencephalopathy (EHM) in France: a clinical and molecular investigation. Transboundary and Emerging Diseases, 2011. doi: 10.1111/j.1865-1682.2011.01263.x.
• 10 – Pusterla N, David WW, Madigan JE et coll. Equine herpesvirus-1 myeloencephalopathy: A review of recent developments. Vet. J. 2008;80:279-289.
• 11 – Slater JD. Equine herpesvirus. In: Equine Infectious Diseases. Selon DC, Long MT. Saunders, St Louis. 2007:134-152.