Conduite à tenir face à un avortement chez la jument - Pratique Vétérinaire Equine n° 164 du 01/10/2009
Pratique Vétérinaire Equine n° 164 du 01/10/2009

Conduite à tenir

Auteur(s) : Xavier d’Ablon*, Claire Laugier**, Marc Foursin***

Fonctions :
*Clinique vétérinaire
Bonneville sur Touques
14800 Deauville
**Afssa site de Dozulé
Laboratoire d’études et de recherches en pathologie équine
14430 Goustranville
***Clinique vétérinaire
61500 Chailloué

La biosécurité est une étape incontournable dans la gestion d’un avortement, tout aussi importante que les soins à la jument et la recherche de la cause de celui-ci.

Les avortements restent pour les éleveurs une préoccupation majeure. Il est essentiel que le praticien soit capable de leur répondre de la meilleure façon possible lors de cette situation de crise.

Les pertes embryonnaires précoces (avant J40) ne sont pas considérées ici, et l’avortement est défini comme la perte avant terme d’un fœtus (c’est-à-dire après organogenèse). La perte d’un poulain nouveau-né (poulain mort-né ou mourant dans les 48 premières heures), si elle n’est pas due à une dystocie, doit être considérée comme un avortement dans la mesure où la démarche diagnostique et la conduite à tenir sont comparables, en particulier pour la rhinopneumonie.

Au-delà du devenir de la jument concernée, il est primordial que le vétérinaire réagisse rapidement et méthodiquement de façon à protéger le reste de l’élevage et, le cas échéant, les autres juments des cheptels alentour.

Par conséquent, la conduite à tenir face à un avortement est, en tout premier lieu, de prendre toutes les mesures pour prévenir une éventuelle contagion, puis d’examiner et de prodiguer les soins nécessaires à la jument avortée, et, enfin, d’établir le diagnostic étiologique de l’avortement.

Biosécurité : une priorité

Lors d’avortement, le postulat étiologique de départ est toujours une infection contagieuse, jusqu’à la preuve du contraire. Le haras doit donc être considéré comme une zone contaminée [5, 8, 9]. Cela signifie que tout mouvement d’entrée ou de sortie est gelé jusqu’à plus ample information sur les causes réelles de l’avortement. Il convient de trouver les arguments pour obtenir l’adhésion de l’éleveur dans cette démarche.

Mesures générales de biosécurité

Isolement de la jument avortée

La jument avortée est isolée des autres. Il convient d’expliquer à l’éleveur que la contagion se fait surtout via les liquides fœtaux et qu’elle ne s’est pas forcément déjà produite.

Le contenu de l’utérus (avorton, annexes, lochies) étant particulièrement contagieux lors d’avortement infectieux, il est important de limiter au minimum tout contact avec le personnel, le matériel et les autres chevaux, et de ne pas les déplacer à l’air libre à l’intérieur du haras.

Gestion du lot de la jument avortée

Si l’avortement a eu lieu à l’extérieur, il convient de débarrasser toute la zone des résidus éventuels et de la désinfecter [6]. Les autres juments du même lot en sont retirées et sont gardées au sein d’un petit paddock également isolé des autres animaux de l’élevage, en particulier des poulinières [1, 5]. Le paddock où a eu lieu l’avortement doit être laissé vide pendant au minimum 2 semaines et de préférence utilisé par la suite pour des juments vides [6].

Gestion du reste de l’élevage

Tant que la cause de l’avortement n’est pas connue, il est conseillé de mettre tout l’effectif en quarantaine (arrêt des entrées et des sorties d’animaux). Les délais de réponse des laboratoires pour les maladies infectieuses sont de plus en plus courts, en particulier grâce aux techniques de polymerase chain reaction (PCR).

Plus généralement, et en particulier si une origine contagieuse est confirmée, les règles de base de la biosécurité d’un effectif sont les suivantes :

– ne jamais mélanger les lots : si le déplacement d’un lot de chevaux est souhaité, il est laissé intact ou éventuellement divisé, mais pas mélangé ;

– si un lot doit être déplacé, il ne l’est que vers un lieu où le niveau de biosécurité est au moins égal au niveau initial.

Enfin, tout mouvement de chevaux génère un stress, lequel doit, d’une façon générale, être évité.

Le personnel et le matériel

Le vétérinaire et le personnel en contact avec la jument avortée doivent s’équiper de façon à ne pas propager d’éventuels éléments contagieux (blouse ou combinaison spécifique, surbottes, gants à usage unique, tord-nez dévolu). Le premier devoir du vétérinaire est de ne pas être lui-même un vecteur de contagion (encadré 1).

Un pédiluve peut être installé et l’aire d’isolement de la jument doit être définie. Au besoin, cette zone est matérialisée par un ruban ou un autre moyen visible de tous. Le praticien peut utilement rappeler les bonnes pratiques en cas d’infection contagieuse dans l’effectif : moyens de désinfection, séparation du matériel dédié, ordre du travail, élimination des déchets de soins.

La litière éventuellement contaminée est rassemblée puis brûlée.

Concernant l’avorton et les annexes, il convient de tout ramasser soigneusement dans un emballage étanche et de le porter pour autopsie, dans les meilleurs délais et sous couvert du froid, aux soins d’un laboratoire spécialisé.

Le cas échéant, des prélèvements pourront être réalisés directement par le praticien selon le protocole décrit plus loin [3, 8].

Mesures spécifiques de biosécurité

Les mesures spécifiques de biosécurité s’appliquent lorsqu’un diagnostic d’affection contagieuse est établi. En France, elles concernent essentiellement la rhinopneumonie, l’artérite virale et la leptospirose. Une déclaration préalable auprès du réseau d’épidémiosurveillance en pathologie équine (Respe) par le vétérinaire traitant, lors de l’avortement, permet d’activer un système d’alerte de l’ensemble de la filière et du réseau des vétérinaires sentinelles pour ces trois maladies.

Rhinopneumonie

Les mesures générales d’isolement décrites ci-dessus, en particulier sur les vêtements de protection, le matériel dédié et les soins effectués en dernier lieu dans le planning de travail, doivent être maintenues pendant la durée de contagion, à savoir 4 semaines.

Les éléments spécifiques à retenir pour la rhinopneumonie sont les suivants :

– l’herpès virus équin (HVE) peut persister plusieurs semaines dans le milieu extérieur ;

– l’HVE est un virus enveloppé, donc sensible à la majorité des désinfectants (hypochlorite, ammoniums quaternaires, etc.) ;

– la contagion nécessite un contact direct (entre chevaux ou par l’intermédiaire des sécrétions, de l’homme ou du matériel) ;

– l’infection est souvent latente et l’avortement peut faire suite à un phénomène de réactivation (qui est donc fonction de l’immunité individuelle, de la pression vaccinale ou d’un stress éventuel) ;

– le vaccin élève le niveau de protection globale contre le HVE et limite sa circulation, mais il n’assure pas une protection totale contre la maladie.

En raison de ces éléments, au niveau de l’élevage, et après avoir sensibilisé les responsables, les mesures suivantes peuvent être prise :

– les mouvements d’animaux sont gelés jusqu’à 28 jours après le dernier avortement et aucune jument pleine étrangère n’est mise au contact avec les animaux du haras pendant au moins 56 jours.

Si l’épisode a lieu pendant la saison de monte, il est préférable d’arrêter les saillies lorsque la station de monte n’est pas indépendante ;

– il est judicieux de diviser les juments pleines en petits lots pour diminuer le risque contagieux ;

– lors d’affections respiratoires concomitantes, des prélèvements par écouvillonnage nasopharyngé sont effectués ;

– toutes les juments gestantes jusqu’à la dernière mise bas sont isolées ;

– un rappel vaccinal est pratiqué chez les juments en gestation qui n’ont pas été en contact avec la femelle avortée, en fonction du protocole de vaccination déjà mis en place et afin de remettre tout l’effectif à jour.

Cette procédure limite l’extension de l’infection, bien qu’il n’existe pas de consensus sur le bénéfice d’une vaccination “barrière”. Cependant, aucune étude n’a prouvé qu’elle comporte un risque ;

– toute affection néonatale dans les premiers jours de vie doit être considérée comme suspecte et donner lieu à des prélèvements [4, 5, 6, 9, 11].

Lors des mesures d’allotement et d’isolement, il convient de ne pas négliger le stress, néfaste, qu’elles engendrent chez les juments gestantes.

Artérite virale équine

En France, l’artérite virale équine est classée comme une “maladie animale à déclaration obligatoire” (MADO). Les laboratoires et les vétérinaires ont donc l’obligation de déclarer les cas positifs aux autorités sanitaires. Mais cela n’implique pas la mise en place de mesures de police sanitaire par le ministère de l’Agriculture [6].

S’agissant d’une affection sexuellement transmissible, les conséquences pour la population peuvent être graves et l’activation du Respe prend toute sa valeur pour limiter le développement d’une épizootie.

Sur le site, les mesures initiales sont comparables à celles prises pour la rhinopneumonie. Toute activité de reproduction est arrêtée.

Il convient d’identifier les chevaux contaminés (en testant tous les animaux en contact par une cinétique de sérologies à 14 jours) et les étalons excréteurs, et de les isoler [5]. Le foyer est mis en quarantaine jusqu’à 30 jours après le dernier cas clinique.

Leptospirose

La jument qui a avorté est isolée comme dans le cas précédent. Après l’obtention des résultats, elle fait l’objet d’un traitement antibiotique adapté par voie générale pendant une semaine [11].

La jument peut rester excrétrice par les urines pendant longtemps et l’isolement durer de 6 à 17 semaines [4, 11]. Des sérologies sont pratiquées chez les juments gestantes et celles qui présentent un titre élevé en anticorps sont traitées.

Gestion de la jument avortée

Historique

Le recueil de commémoratifs est un préalable obligatoire à l’établissement du diagnostic face à un avortement dans un élevage. L’historique de la jument est consigné : stress, maladie intercurrente ou traitement durant les jours ou les semaines qui ont précédé, date du dernier service, historique des gestations antérieures, statut vaccinal.

Au sein de l’élevage, il convient de se renseigner sur les éventuels mouvements récents autour de la jument.

Le point est fait sur l’effectif : nombre et statut des juments présentes sur le haras, nombre de foals, présence d’autres chevaux que ceux de l’élevage, nombre et causes des avortements ayant déjà eu lieu sur le site, alimentation, végétation dans les paddocks.

Examen clinique

Les signes cliniques précurseurs (lactation ou développement mammaire prématuré, pertes vulvaires) peuvent être frustes, voire absents [2]. La jument est parfois simplement retrouvée vide à l’occasion d’un examen de routine. Ces cas posent problème dans la mesure où peu d’éléments peuvent aider à comprendre ce qui a pu se passer [1]. D’autres fois, le motif de consultation est une jument malade sans que l’éleveur ne se doute qu’elle présente un risque d’avortement. Enfin, le praticien peut être appelé pour un avortement dystocique, cas rare mais pas impossible, en particulier lors d’avortement gémellaire.

Dans tous les cas, la jument doit subir un examen général complet aussi précocement que possible, et faire l’objet de soins immédiats et attentifs car les complications sont parfois graves (encadré 2) [1, 6, 8].

Après un avortement, la présence, fréquente, d’une éventuelle rétention placentaire est à vérifier. La métrite est la deuxième complication la plus courante, en particulier si l’avortement est d’origine infectieuse bactérienne.

Soins à la jument

Dans tous les cas, la jument peut faire l’objet d’un nettoyage et d’une désinfection du périnée, de la queue et des membres postérieurs, à renouveler pendant quelques jours [6].

Les prélèvements cervico-utérins sont effectués avant tout traitement utérin.

Le traitement de la non-délivrance repose sur des irrigations avec d’importants volumes de solution saline isotonique stérile (3 à 10 l), éventuellement additionnée de povidone iodée (solution à 1 %), et des injections d’ocytocine à faible dose (10 à 20 UI par voie intramusculaire toutes les 2 à 4 heures). Ces irrigations peuvent être répétées dans la journée si nécessaire. Les irrigations utérines sont ensuite poursuivies quotidiennement jusqu’à l’obtention d’un liquide de lavage parfaitement propre.

En cas de non-délivrance ou de suspicion de métrite, l’antibiothérapie par voie générale permet d’obtenir des concentrations d’antibiotiques plus élevées et plus durables dans l’endomètre, comparativement à la voie locale. Le protocole comporte de la pénicilline procaïne (22 000 UI/kg par voie intramusculaire, 2 fois/j) associée à de la gentamicine (6,6 mg/kg par voie intraveineuse, 1 fois/j) ou à du ceftiofur (3 mg/kg par voie intraveineuse ou intramusculaire, 2 fois/j) [11]. L’antibiothérapie par voie générale est obligatoire quand la rétention des membranes a duré plus de 12 heures, lors de dystocie, et en cas de métrite aiguë ou d’avortement infectieux avéré. La voie locale peut être utilisée quand un germe a été isolé. L’administration intra-utérine d’antibiotiques est pratiquée après un lavage utérin et de la façon la plus aseptique possible.

En cas de métrite clinique et de rétention placentaire prolongée, un traitement à base d’anti-inflammatoires non stéroïdiens prévient l’endotoxémie et la fourbure (flunixine méglumine par voie intraveineuse à la dose de 0,25 mg/kg, 3 fois/j).

La jument est surveillée régulièrement les jours qui suivent l’avortement : présence de fièvre, habitus, crottins, appétit, pouls digité. Le risque de fourbure existe pendant 7 jours [6].

Si l’état général de la jument le permet, en l’absence de séquelles sur le tractus génital et avec des contrôles sanitaires satisfaisants, elle est remise à la reproduction, sans risque, deux cycles plus tard, soit 30 jours au minimum après l’avortement [5, 9]. Cependant, sa prochaine gestation est considérée comme à risque et doit être soigneusement suivie selon un protocole précis [2, 13].

Établir un diagnostic

Un avortement peut être dû à une affection infectieuse ou non de la mère ou du fœtus, ou de ses annexes [13].

Établir un diagnostic le plus précis et le plus rapidement possible est primordial pour connaître les suites à donner aux mesures d’isolement, d’une part, et au traitement de la jument avortée (ainsi qu’à son avenir reproducteur), d’autre part.

Le diagnostic étiologique des avortements est parfois un challenge. Le mieux est de référer l’avorton et ses annexes pour un examen nécropsique dans un centre spécialisé, quand il en existe un à proximité. L’avorton et les annexes (cordon, amnios, allantochorion) sont placés dans deux sacs plastiques étanches et accompagnés des commémoratifs les plus précis possible à l’intention du laboratoire de nécropsie spécialisé [8, 11]

À défaut, il convient d’examiner le fœtus dès que possible après son expulsion. Il est primordial alors de respecter l’approche la plus systématique possible, tant dans l’examen macroscopique que dans la récolte des prélèvements.

La rapidité d’examen du fœtus et des annexes est essentielle pour la qualité des observations et des prélèvements.

Examen externe de l’avorton et des annexes

Examen du fœtus

L’examen externe du fœtus ou du poulain commence par une évaluation de son état nutritionnel (émaciation éventuelle) (photo 1) et une recherche d’anomalies congénitales. Les éventuels traumatismes dus à la parturition, la présence d’un œdème sous-cutané ou de pétéchies et la couleur des muqueuses sont évalués. L’avorton peut également être pesé et mesuré (longueur nuque-pointe de la fesse). La présence de poils et de crins est également une indication du stade de développement. Le degré d’autolyse de l’avorton doit être évalué car il influence les analyses histologiques et bactériologiques (photo 2).

Examen des annexes fœtales

L’examen des enveloppes fœtales commence par l’évaluation de leur intégrité (rétention placentaire), de leur poids et de leur degré d’autolyse. Un placenta normal correspond à environ 11 % du poids du fœtus. Le placenta doit être délicatement débarrassé des impuretés et déployé en F (cornes gravides et non gravides). C’est généralement la face allantoïdienne qui est visible. Son épaisseur (normalement de 3 à 5 mm) et la vascularisation sont observées. Sur la face choriale, la couleur, la présence d’un exsudat et l’aspect des villosités sont principalement examinés. À l’état normal, le chorion présente une couleur rouge foncé et un aspect velouté qui sont altérés en cas de placentite (photo 3). La zone de l’étoile cervicale doit faire l’objet d’une attention particulière (placentite ascendante) [3, 6, 8, 11, 13].

Les anomalies du cordon représentent de loin la première cause d’avortement non infectieux (46,2 % des avortements dans une étude rétrospective au Royaume-Uni) (photo 4) [9]. L’examen du cordon revêt donc une grande importance. Celui-ci mesure en moyenne 55 cm [3, 4]. Son diamètre est à peu près constant, et il présente un aspect torsadé uniforme et régulier.

Prélèvements

En cas d’impossibilité d’utiliser le fœtus et ses annexes en entier, plusieurs prélèvements, accompagnés des commémoratifs et d’une description des anomalies observées à l’examen de l’avorton et de ses annexes, sont envoyés au laboratoire spécialisé. Ils sont destinés à des analyses histologique, en particulier pour des tissus qui sont apparus anormaux, bactériologique et par PCR (recherche d’une rhinopneumonie, d’une artérite virale et d’une leptospirose). Les examens par PCR sont particulièrement utiles en raison de leur spécificité et de leur sensibilité, mais surtout pour la rapidité du résultat [2, 3, 10]. Des tranches de tissu d’environ 0,5 cm sont placées dans le formol pour l’examen histopathologique. Des cubes de 5 cm de côté sont emballés et identifiés séparément, puis expédiés sous couvert du froid pour un examen microbiologique.

Il convient de prélever également tout tissu qui semble anormal. Du contenu stomacal (examen bactériologique) et du sang fœtal (examen bactériologique, sérologie) peuvent aussi être envoyés aux fins d’analyse. Un écouvillonnage pour l’examen bactériologique du placenta est parfois mis en œuvre, notamment lors de placentite ascendante ou localisée (tableaux 1 et 2).

Concernant la jument, et en particulier s’il n’a pas été possible de disposer de l’avorton ou des annexes, une cinétique sérologique (2 prises de sang à 14 jours d’intervalle) peut être réalisée après de 14 jours pour les tests HVE, leptospirose et artérite virale. En cas de leptospirose et d’artérite virale, il est également utile de pratiquer des sérologies chez les juments en contact avec la femelle avortée [3, 4].

Face à un cas d’avortement au sein d’un haras, les deux maîtres mots sont la biosécurité, priorité et préalable à toute autre préoccupation, et la communication, indispensable avec l’éleveur et le personnel, obligatoire, dans certains cas, avec les autorités sanitaires, et volontaire avec l’ensemble de la filière professionnelle de l’élevage grâce à l’activation, en France, du Respe.

Tout haras devrait posséder un “protocole d’urgence” en cas d’avortement. Il peut être consigné dans le protocole de soins rédigé à l’issue du bilan sanitaire annuel d’élevage, en plus des conseils de bonnes pratiques habituels (protocole vaccinal, mise en petits lots des animaux, procédures de quarantaine, pratiques de désinfection, etc.).

En cas d’accident, le vétérinaire doit être la pierre angulaire du dispositif visant à contenir tout risque contagieux potentiel, et, dans le même temps, il chercher à préserver ou à restaurer au mieux le capital reproducteur de la jument avortée. Si cette dernière est remise à la reproduction, il est essentiel de la considérer à l’avenir comme une jument “à risque” et de définir un suivi approprié : échographies fœto-placentaires et éventuellement monitorages fœtaux réguliers, dosages hormonaux et autres moyens de dépistage [7].

Éléments à retenir

→ L’avortement chez la jument doit d’emblée et jusqu’à la preuve du contraire être considéré comme une infection contagieuse.

→ Dans l’attente des résultats de laboratoire, les mesures minimales de biosécurité à prendre sont la désinfection et l’isolement de la jument.

→ L’examen externe de l’avorton, du cordon et des annexes permet d’orienter le diagnostic étiologique.

→ Le meilleur moyen d’obtenir un diagnostic étiologique est d’envoyer l’avorton et les annexes à un centre d’autopsie spécialisé.

→ En l’absence de centre de diagnostic de proximité une série de prélèvements est pratiquée sur l’avorton et les annexes pour des examens histologiques et micro-biologiques.

Encadré 1 : Recueil des commémoratifs face à un cas d’avortement

→ Commémoratifs sur la jument

• Identification (en particulier l’âge).

• Mode de vie, alimentation, changements récents.

• Historique du suivi gynécologique (date du dernier saut ou de la dernière insémination, présence ou non d’une endométrite, etc.).

• Historique des poulinages.

• Vaccinations.

• Maladies ou traitements durant la gestation.

• Causes éventuelles de stress.

• Présence de prodromes (développement mammaire, pertes vulvaires, etc.).

→ Commémoratifs sur l’effectif

• Nombre de juments sur le haras.

• Nombre de foals.

• Nombre de chevaux non d’élevage.

• Présence d’autres espèces sur l’élevage.

• Protocole vaccinal de l’effectif.

• Présence de maladies néonatales dans l’élevage.

• Présence d’autres affections dans l’élevage.

• Nombre et stades des autres avortements sur le site.

• Mouvements d’animaux, type de quarantaine.

• Plan d’alimentation, végétation des paddocks, supplémentation minérale, présence ou non de plantes toxiques.

D’après [11, 12].

Encadré 2 : La trousse d’urgence en cas d’avortement

→ Vêtements de protection à usage unique dont les surbottes.

→ Désinfectant large spectre actif sur les virus, en particulier sur le virus de la rhino-pneumonie.

→ Nécessaire pour des prélèvements divers ?: écouvillons utérins et classiques, milieux de transport, pots stériles, pots à formol, boîte à dissection, tubes secs.

→ Nécessaire de poulinage si dystocie.

→ Fiches de déclaration au Respe.

→ Les autopsies ne sont pas autorisées à domicile. Par conséquent, l’examen nécropsique du fœtus et des annexes est réalisé en priorité par un laboratoire spécialisé. À défaut seulement, le praticien peut le pratiquer lui-même (en principe en clos d’équarrissage).

Références

  • 1 – Acland HM. Abortion in mares. In: McKinnon AO, Voss JL. Equine Reproduction. Ed. Lea and Febiger, Philadelphia. 1993:554-562.
  • 2 – Collobert C. L’autopsie du poulain : technique, principales causes de mortalité, lésions et prélèvements. Bull. GTV. 1995;45:69-87.
  • 3 – Foote A. Equine foeto-placental necropsy examination. Proceedings Equine Pregnancy Failure Course, Rossdale and Partners, Newmarket. 2009:71-76.
  • 4 – Frazer GS. The pregnant mare. In : Reed SM, Bayly WM, Sellon DC. Equine internal medicine. 2nd ed. Ed. Saunders, St Louis. 2004:1079-1130.
  • 5 – Horserace Betting Levy Board. Codes of practice on CEM, EVA, EHV, ECE, EIA, guidelines on strangles. HBLV, London, 2009. www.hblb.org.uk.
  • 6 – Laugier C, Fourcin M, Foucher N, Sevin C, Hans A, Pitel PH, Taprest J. Conduite à tenir lors d’avortements infectieux et non infectieux chez la jument. Bull. GTV 2009;48:59-71.
  • 7 – McPherson ML. Identification and management of the high risk pregnant mare. AAEP Proc. 2007;53:293-304.
  • 8 – Ricketts SW. Management of equine abortion. Proceedings Equine Pregnancy Failure Course, Rossdale and Partners, Newmarket. 2009:63-69.
  • 9 – Ricketts SW. Dealing with equine herpesvirus abortion. Proceedings Equine Pregnancy Failure Course, Rossdale and Partners, Newmarket. 2009:93-96.
  • 10 – Steiner JV, Hillman RB, Orsini JA, Divers TJ, Schlafer DH. Reproductive system. In: Orsini JA, Divers T. Equine Emergencies: Treatment and Procedures. 3rd ed. Ed. Saunders Elsevier, St Louis. 2008:411-434.
  • 11 – Tibary A, Fite CL. Reproductive tract infections. In: Sellon DC, Long MT. Equine Infectious diseases. Saunders Elsevier, Saint-Louis. 2007;84-103.
  • 12 – Whitwell KE. Surveys of the causes of abortion. Proceedings Equine Pregnancy Failure Course, Rossdale and Partners, Newmarket. 2009:69-71.
  • 13 – Williams NM. Diagnostic approach to abortion. In : Robinson NE, Sprayberry KA. Current therapy in equine medicine. 6th ed. Ed. Saunders Elsevier, St Louis. 2009:843-846.
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