Le point Vétérinaire n° 293 du 01/03/2009
 

Surveillance anesthésique des NAC

Mise à jour

LE POINT SUR…

Samuel Sauvaget*, Delphine Holopherne**, Emmanuel Risi***


*Clinique vétérinaire
47, avenue Jean-Mermoz
69008 Lyon
**Service de chirurgie-anesthésie
Centre hospitalier vétérinaire
ENV de Nantes
Atlanpôle La Chantrerie
BP 40706, 44307 Nantes
***Centre hospitalier vétérinaire
22, rue Viviani
44300 Nantes

Une surveillance attentive de l’anesthésie associée à la mise en œuvre de protocoles validés et de mesures peropératoires adaptées limitent le risque lors d’anesthésie.

Résumé

Les particularités anatomiques et physiologiques des petits mammifères de compagnie imposent des contraintes lors du monitorage de l’anesthésie. Ces difficultés ne doivent pas dissuader le praticien de mettre en place une surveillance de l’anesthésie en raison de la grande sensibilité de ces espèces. Le contrôle de l’anesthésie peut reposer simplement sur l’observation de signes cliniques tels que les réflexes ou la myorelaxation. L’utilisation d’une instrumentation aisément accessible en pratique courante associée à quelques astuces permet d’envisager l’anesthésie des petits mammifères en respectant les quatre grands principes de cette procédure : narcose, myorelaxation, analgésie et sécurité.

La place croissante des rongeurs, lagomorphes et furets dans la pratique courante, ainsi que les exigences de leurs propriétaires impliquent une technicité et une expertise de la part du vétérinaire. La maîtrise de l’anesthésie, indispensable pour la réalisation d’examens complémentaires ou d’actes chirurgicaux, repose sur l’observation des signes cliniques et sur l’utilisation d’une instrumentation adaptée. La connaissance de la pharmacodynamie des agents anesthésiques est un prérequis avant d’entreprendre une anesthésie.

Particularités anatomiques et physiologiques

Les petits mammifères présentent des particularités anatomiques et physiologiques à prendre en compte lorsqu’une anesthésie est mise en œuvre. Il convient de respecter les mesures pré- et peropératoires suivantes :

- apporter de l’oxygène en phases pré-, per- et postopératoires ;

- utiliser un tapis chauffant ;

- éviter les tontes étendues qui suppriment en partie la couche isolante de poils ;

- limiter les larges désinfections à l’alcool ;

- mettre en place une perfusion intraveineuse ou intra-osseuse dès que possible ;

- réchauffer les liquides de perfusion et de rinçage ;

- éviter la diète ou la limiter : quatre heures au maximum chez le furet et le lapin et aucune chez le rat. La diète est à proscrire chez le furet surtout si un insulinome est suspecté. Elle est en revanche conseillée chez les rongeurs et le lapin, si le cæcum est susceptible de gêner une intervention chirurgicale abdominale ;

- hospitaliser l’animal la veille de l’intervention [2, 13].

Au même titre que la mise en place de ces conditions spécifiques, l’utilisation d’un monitorage d’anesthésie chez les petits mammifères est soumise à des contraintes et des particularités d’espèces.

1. Contraintes et difficultés

Taille

Les petits mammifères de compagnie sont de taille réduite. La plupart du temps, leur poids n’excède pas 1 kg. La mise en place d’un monitorage requiert un accès à certaines portions du corps de l’animal, et des difficultés de fixation et de maintien des instruments peuvent apparaître. Le vétérinaire doit donc faire la balance entre le monitorage indispensable et le confort minimal pour opérer dans des conditions acceptables [1, 4, 7].

Métabolisme

Ces animaux présentent un métabolisme basal très élevé. Une anesthésie d’une heure chez une souris a le même coût métabolique qu’une anesthésie de six heures chez un chat [1].

Les réserves limitées en glycogène les prédisposent aux hypoglycémies. La diète préopératoire est donc à réduire au minimum chez les rongeurs et les lagomorphes. Les molécules sont rapidement métabolisées et ont une durée d’action plus courte [1, 2, 3, 4].

Fonctions cardiovasculaire et respiratoire

La fréquence cardiaque est souvent très élevée et difficile à évaluer au moyen d’un simple stéthoscope. Les appareils plus perfectionnés (type électrocardiographe) doivent être réglés pour mesurer de telles fréquences [5].

La taille des animaux et la conformation de la cavité buccale (oropharynx long et étroit, longueur des incisives, amplitude d’ouverture de la bouche) limitent les possibilités d’intubation trachéale chez les rongeurs. Chez le lapin, avec un laryngoscope (lame Miller n° 0), un otoscope, un fibroscope ou même à l’aveugle, l’intubation est envisageable pour un praticien expérimenté. Chez le furet, elle est facile à réaliser.

De plus, les capacités pulmonaires sont limitées par la petite taille du thorax [1].

2. Particularités et surveillance indispensable

Métabolisme

• Chez ces petits animaux, la température diminue rapidement en raison du ratio élevé entre la surface corporelle et le poids (tableaux 1 et 2). Les pertes de chaleur se produisent à 15 % par contact avec l’environnement, à 60 % par convection et à 22 % par évaporation. Une hypothermie entraîne une diminution des besoins anesthésiques, un réveil prolongé, une bradycardie, voire une fibrillation fatale. La température peut chuter de 10 °C en 15 à 20 minutes. Un suivi permanent de la température corporelle est donc indispensable en raison des conséquences sévères de l’hypothermie.

• La métabolisation rapide des molécules, ainsi que les risques de surdosage imposent un contrôle de la profondeur de l’anesthésie [1].

Appareil cardiovasculaire

Les petits mammifères sont sujets à des défaillances cardiaques brutales. Celles-ci sont favorisées par un état de stress, la chaleur, des surdosages anesthésiques et des pertes liquidiennes.

La tolérance aux hémorragies est très limitée et même une très faible perte sanguine peut entraîner une hypovolémie significative. Les petits mammifères possèdent proportionnellement un volume sanguin moindre et une marge de sécurité en cas de perte sanguine plus basse que celle de plus grands mammifères. Pour exemple, une perte de 1 ml de sang chez un rat qui pèse 250 g correspond à 6 % de son volume sanguin. Ce millilitre de sang chez une souris pesant 30 g équivaut à 43 % de son volume sanguin [1]. La très grande sensibilité de ces animaux aux hypovolémies nécessite une évaluation précise des pertes sanguines survenues au cours d’une intervention chirurgicale. La détection rapide d’une décompensation cardiaque (baisse de la fréquence, troubles du rythme) repose sur un monitorage permanent de la fonction cardiaque [4].

Appareil respiratoire

Les petits mammifères possèdent une cage thoracique étroite, peu volumineuse, qui implique un volume courant respiratoire de capacité réduite. Cette faiblesse est compensée par une fréquence respiratoire élevée qui permet de satisfaire les besoins en oxygène. L’anesthésie provoque généralement une dépression respiratoire liée à la baisse de la fréquence respiratoire, qui peut être à l’origine d’une hypoxémie. La réduction de l’apport en oxygène peut rapidement être fatale. Un arrêt cardiaque survient en moins de trente secondes après un arrêt respiratoire.

L’intolérance à l’hypoxémie associée aux difficultés de contrôle de la respiration (intubation quasi impossible, faible capacité pulmonaire) montre le paradoxe entre l’importance de la surveillance de la fonction respiratoire et les nombreux obstacles auxquels se heurte la mise en place d’un monitorage idéal. Ces particularités réduisent les capacités d’intervention de l’anesthésiste dans le contrôle de la respiration. Une surveillance visuelle minutieuse de cette fonction est indispensable. De plus, la mise en place d’un monitorage instrumental de la respiration lorsque l’intubation est possible (lapin de grande taille, furet) entraîne souvent une augmentation de l’espace mort, imposant un effort ventilatoire supplémentaire [1, 10, 11].

Monitorage clinique

L’anesthésiste utilise ses sens, et notamment la vue et le toucher, pour surveiller l’état de l’animal. Plusieurs signes cliniques apparaissent et sont dus au mode d’action des agents anesthésiques (tableau 3). Ils renseignent sur le niveau de narcose et d’analgésie de l’animal (tableau 4). Selon l’intensité, la présence ou l’absence de ces signes, l’animal peut être endormi plus profondément ou, au contraire, doit être réveillé. La connaissance de ces signes cliniques est un préalable indispensable à l’anesthésie.

1. Signes cliniques

Selon les protocoles et les espèces, les critères d’appréciation de la profondeur de l’anesthésie diffèrent. Cependant, une évaluation est indispensable afin de gérer le degré d’analgésie et de perte de conscience afin d’obtenir un confort opératoire satisfaisant.

Mouvements

En début d’anesthésie, l’animal présente une ataxie, essaie de lever la tête et a tendance à mâchonner. Ces mouvements disparaissent rapidement à mesure que l’anesthésie gagne en profondeur [8, 11].

Myorelaxation

La myorelaxation s’évalue par le tonus musculaire de tout le corps de l’animal. Ce tonus doit être absent dans le cadre d’une anesthésie à visée chirurgicale. Le tonus de la mâchoire n’est pas utilisable chez les rongeurs et les lagomorphes en raison de la faible amplitude d’ouverture de la cavité buccale. Ce signe est en revanche très intéressant chez le furet pour lequel le tonus de la mâchoire est important et nécessite une bonne myorelaxation [6].

Réflexes

• Le réflexe de retrait de la patte est obtenu en étendant un membre et en pinçant entre ses ongles ou à l’aide d’une pince la membrane interdigitée. Si l’animal retire sa patte ou même vocalise, l’anesthésie n’est pas assez profonde pour une procédure chirurgicale. Des variations existent entre les espèces : réflexe de pincement de la queue chez les rongeurs, réflexe de pincement de l’oreille chez le lapin ou le cobaye (l’animal répond alors à la sensation douloureuse en secouant la tête ou par des vocalisations).

• Le réflexe palpébral est difficilement appréciable chez les rongeurs et les lagomorphes. Son interprétation s’effectue selon l’anesthésique utilisé : il persiste avec la kétamine ou l’association tilétamine-zolazépam, mais disparaît le plus souvent avec l’association médétomidine-kétamine et un mélange gazeux anesthésique. La position des globes, la dilatation des pupilles et les mouvements oculaires ne constituent pas de bons moyens d’évaluer la profondeur de l’anesthésie et doivent dans tous les cas être interprétés avec les autres signes cliniques.

• Le réflexe anal s’évalue en pinçant les marges de l’anus. Il doit rester présent tout le long de l’anesthésie [3, 4, 6, 8, 10, 11].

2. Paramètres cardiovasculaires

Le choc précordial peut être visible à condition qu’il ne soit pas masqué par les champs. Il est ressenti en posant un doigt sur le thorax. L’artère fémorale est également accessible. La fréquence est obtenue en comptant le nombre de contractions cardiaques sur un court laps de temps.

Cette évaluation est difficile car la fréquence cardiaque est souvent très rapide et presque impossible à déchiffrer. La perfusion périphérique est évaluée par la couleur des muqueuses et le temps de recoloration capillaire. Là encore, les paramètres cliniques sont relativement peu sensibles et difficiles à apprécier. Un monitorage instrumental est à envisager [6, 8, 10].

3. Paramètres respiratoires

Les mouvements de la cage thoracique renseignent sur la profondeur et la fréquence de la respiration. Cette dernière chez un lapin correctement anesthésié ne doit pas diminuer de plus de 40 % par rapport à la valeur de départ. La respiration est alors ample et bien rythmée. Ces observations peuvent être gênées par la présence des champs. Un monitorage instrumental est fortement recommandé.

D’autres signes peuvent être notés : mouvements du ballon, condensation dans le masque ou la lumière de la sonde endotrachéale en cas d’intubation, bruits respiratoires tels que des sifflements (qui indiquent une obstruction des voies respiratoires), mais ils sont peu fiables et parfois difficiles à mettre en évidence [3, 4].

Monitorage instrumental

1. Monitorage de la température

Des sondes thermométriques permettent de prendre la température de l’animal en permanence. Elles sont placées dans l’œsophage en regard du cœur ou dans le rectum.

Les thermomètres œsophagiens fournissent la lecture la plus exacte de la température corporelle chez les petits mammifères de compagnie. Ces sondes doivent être manipulées avec précaution en raison de leur fragilité relative et de leur coût parfois élevé. Elles accompagnent souvent d’autres instruments de monitorage tels que les oxymètres ou les électrocardiographes.

2. Monitorage cardiovasculaire

Stéthoscope

Le stéthoscope, bien que peu onéreux et ne nécessitant pas une technicité particulière, est utilisé en dernier recours si les autres appareils ne sont pas disponibles. Il requiert en effet une certaine expérience dans la détection des troubles du rythme, ne permet pas d’évaluer la fréquence cardiaque instantanément et impose qu’une personne soit presque exclusivement dédiée à son utilisation (contrainte pas toujours applicable en pratique). Le stéthoscope entre dans le cadre du monitorage discontinu qui consiste à surveiller à intervalles réguliers les différents paramètres.

Cette pratique est peu souhaitable, notamment chez les petits mammifères pour lesquels un effondrement des paramètres cardiovasculaires et respiratoires peut survenir très rapidement. Une réanimation quasi instantanée doit être mise en œuvre, ce qui implique une détection en temps réel de ces modifications [4].

De plus, l’opérateur peut gêner le chirurgien si son accès à la fonction cardiaque est sous les champs et que l’animal est de petite taille. D’autres instruments utilisant des signaux sonores ou lumineux permettent de s’affranchir de ces contraintes.

Le stéthoscope œsophagien est préféré, s’il est disponible.

Doppler

Selon la taille des animaux, la sonde peut être placée à différents endroits. Chez les très petits animaux pour lesquels la détection d’un pouls périphérique est difficile, voire impossible, la sonde est positionnée sur le thorax en regard du choc précordial (photo 1). Chez le lapin, l’artère auriculaire ou encore l’artère cheminant le long du canal carpien sont facilement accessibles, de même que l’artère fémorale chez le furet [5, 12].

Électrocardiographie

L’utilisation d’un électrocardiographe (ECG) est possible chez tous les petits mammifères à condition de disposer d’un appareil adapté qui détecte des fréquences élevées (photos 2 et 3).

En effet, les instruments employés en médecine humaine permettent de mesurer avec fiabilité des fréquences cardiaques jusqu’à 250 battements par minute. D’autres appareils, comme Silogic® et Appendix 7®, sont plus adaptés à la détection de fréquences plus élevées et de signaux ECG à bas voltage.

Les électrodes utilisées habituellement de type pince crocodile ou patch adhésif sont de taille trop importante pour les animaux de très petite taille, et sont remplacées par des sutures de fils en acier, par l’implantation d’aiguilles fines dans le tissu sous-cutané, ou encore par des électrodes pédiatriques adhésives prégelées et précâblées [12].

Mesures de la pression artérielle et de la pression veineuse centrale

Les mesures de la pression artérielle et de la pression veineuse centrale sont majoritairement utilisées dans le cadre des expérimentations.

Chez le lapin, la pose d’un cathéter artériel à l’oreille est possible. La valeur minimale acceptable pour une pression artérielle moyenne est de 60 mmHg. Si la technique du Doppler est mise en œuvre, la pression mesurée (théoriquement la pression systolique, mais en pratique une pression intermédiaire entre la systolique et la moyenne) doit idéalement être supérieure à 100 mmHg et au moins égale à 80 mmHg. Une pression veineuse centrale normale est comprise entre - 1 et + 5 cm H2O, mais peut monter à + 10 cm H2O en cours d’anesthésie [10].

Mesure des pertes sanguines

Une méthode simple consiste à comptabiliser le nombre de compresses ou de cotons-tiges imbibés de sang. Une compresse moyenne de 4 cm sur 4 cm retient environ 7 ml de liquide, tandis qu’un coton-tige absorbe en moyenne 0,17 ml. Le très faible volume de sang de certaines espèces requiert un comptage précis des pertes sanguines qui permette de mettre en œuvre les mesures de remplissage vasculaire adéquates [1].

Oxymétrie de pouls

L’oxymétrie de pouls est un monitoring simple et facile à mettre en place chez la plupart des petits mammifères, donnant des renseignements à la fois sur les fonctions cardiovasculaire et ventilatoire de l’animal. Elle ne nécessite pas d’intubation et ne présente pas les inconvénients du stéthoscope ou d’une observation des mouvements de la cage thoracique. La sonde peut être fixée à différents endroits du corps de l’animal, même chez les individus de très petite taille à condition qu’elle soit adaptée et également de petit format.

Les sites de fixation sont la langue, les babines, les oreilles, l’extrémité distale des membres, les flancs, la base de la queue et le rectum (photo 4). Des valeurs de saturation de l’hémoglobine en oxygène inférieures à 90 % sous air ambiant ou à 95 % sous air enrichi en oxygène, correspondant respectivement à des PaO2 de 60 et de 80 mmHg, indiquent un défaut d’oxygénation potentiellement dû à une hypoventilation.

La qualité du signal dépend du type de sonde, de la taille de l’animal et du degré de vasoconstriction. La fiabilité des informations fournies par cet appareil peut être contrôlée en comparant la fréquence cardiaque avec celle obtenue à l’aide d’un ECG ou d’un stéthoscope. En cas de trop grande différence, la valeur de la saturation doit être remise en question. Enfin, certains oxymètres ne sont pas adaptés pour détecter des fréquences cardiaques supérieures à 250 mouvements par minute. Ils ne conviennent donc pas aux petits mammifères [9].

3. Monitorage respiratoire

Stéthoscope

Le stéthoscope met principalement en évidence la présence d’une ventilation en plaquant la cupule sur la poitrine de l’animal. L’utilisation du stéthoscope œsophagien est préférable car il est plus sensible et plus pratique dans la détection de la ventilation [8].

Détecteur d’apnée

Le détecteur d’apnée n’est utilisable qu’à condition que l’animal soit intubé et qu’il pèse au moins 300 g. C’est une technique principalement employée chez le furet pour lequel l’intubation est beaucoup plus aisée que chez les lagomorphes ou les rongeurs (photo 5).

Cet appareil ne permet cependant pas de juger si la ventilation est efficace.

Capnographie

La capnographie permet de mesurer la concentration en CO2 dans les gaz expirés, qui est un reflet de la concentration artérielle en CO2. Cette technique est utilisable chez les petits mammifères dans la mesure où l’intubation est réalisée (photo 6).

Les capnographes qui fonctionnent avec la méthode “mainstream” sont déconseillés car ils engendrent la formation d’un espace mort supplémentaire préjudiciable chez des animaux de faible capacité pulmonaire. Les capnographes “side-stream” sont satisfaisants pour la plupart des espèces, mais le volume de l’échantillon analysé doit être adapté à la taille des animaux. La majorité des capnographes prélève de 150 à 200 ml de gaz par minute, mais dispose d’un réglage pédiatrique à 50 ml de gaz par minute. De nouveaux capnographes à montage dit “microstream” prélevant 50 ml de gaz par minute existent également.

Mais, sachant que le volume minute d’un rat de 200 g est de 120 à 200 ml par minute, même un prélèvement au plus bas niveau de 50 ml par minute peut entraîner une dilution de l’échantillon de gaz expiré avec le gaz frais du circuit anesthésique. La conséquence est une sous-estimation de la concentration en CO2 dans l’air expiré.

Cette technique reste donc peu accessible en pratique courante et est principalement utilisée en expérimentation [5, 8, 10].

Mesure des gaz du sang

La mesure des gaz du sang est la meilleure méthode de suivi de la qualité de la respiration bien qu’elle ne soit accessible qu’en expérimentation. Les difficultés d’accès artériel, de température de l’animal et de disponibilité du matériel limitent encore son emploi en pratique courante [8].

Le vétérinaire qui anesthésie un petit mammifère dispose sans frais d’instruments sensibles permettant un monitorage efficace : sa vue, son toucher, son ouïe. L’utilisation d’une instrumentation augmente la rapidité de détection des incidents et accidents d’anesthésie, et permet de rapidement diminuer la profondeur de celle-ci. L’efficacité des mesures de réanimation étant très aléatoire (assistance ventilatoire, analeptiques cardiorespiratoires notamment), le respect des conditions peropératoires (tonte, diète, perfusion, réchauffement, etc.) et la connaissance des modifications physiologiques doivent permettre de mener l’anesthésie des petits mammifères dans des conditions optimales.

Références

  • 1 - Abou-Madi N. Anesthesia and analgesia of small mammals. In: Recent advances in veterinary anesthesia and analgesia: companion animals. Gleed RD and Ludders JW, eds. International Veterinary Information Service, Ithaca NY (www.ivis.org). Last updated: 27 January 2006.
  • 2 - Boussarie D. Anesthésie des petits mammifères, quelles précautions prendre ? Nouv. Prat. Vét. 2005;25:73-75.
  • 3 - Boussarie D. Anesthésie des nouveaux animaux de compagnie (petits mammifères). In: Encyclopédie vétérinaire, Anesthésie-réanimation, Paris, Elsevier. 2000;1(0500):1-19.
  • 4 - Boussarie D, Schilliger L, Rival F. Vademecum d’anesthésie des NAC. Ed. Med’Com., Paris. 2002:128p.
  • 5 - Cantwell S. Ferret, rabbit and rodent anesthesia. Vet. Clin. North Am. Exot. Anim. Pract. 2001;4(1):169-191.
  • 6 - Cau D. Opérations de convenance chez le furet, les rongeurs et les lagomorphes de compagnie. Thèse de médecine vétérinaire, Nantes. 2001:199p.
  • 7 - Combrisson H. Anesthésie des animaux de laboratoire. In : http://www.anesthesie-veto.org/textes/combrisson.html, 13 March 2002.
  • 8 - Flecknell PA. Laboratory animal anesthesia, a practical introduction for research workers and technicians. 2nd ed. Academic press, London. 1996:274p.
  • 9 - Mader DR. Pulse oxymetry in small mammals. In: Proceedings of the North American Conference, Florida. 1997;11:800.
  • 10 - Mason DE, Brown MJ. Monitoring of anesthesia. In: Kohn DF, Wixson SK, White WJ et coll. Anesthesia and analgesia in laboratory animals. Academic Press Eds. San Diego. 1997;73-81.
  • 11 - Mason DE. Anesthesia, analgesia and sedation for small mammals. In: Hillyer E, Quesenberry KE. Ferrets, rabbits, and rodents clinical medicine and surgery. WB Saunders Company, Philadelphia.1997:378-391.
  • 12 - Nevarez JG. Monitoring during avian and exotic pet anesthesia. In: Semin. Avian Exot. Pet Med. 2005;14(4):277-283.
  • 13 - Risi E, Holopherne D. Aspects pratiques de l’anesthésie des NAC. Prat. Vét. Anim. Cie. 2004;10:27-30.

POINTS FORTS

• La diète préopératoire doit être réduite au minimum chez les rongeurs et les lagomorphes.

• L’intubation trachéale est facile à réaliser chez le furet.

• Un suivi de la température coporelle doit être réalisé tout au long de l’intervention.

Sonde Doppler fixée en regard du cœur chez un cobaye anesthésié.

Électrocardiographie chez un lapin.

Électrocardiographie chez un furet.

Sonde d’oxymétrie pulsée fixée à l’oreille chez un lapin.

Détecteur d’apnée chez un furet.

Capnographe de type “sidestream” chez un lapin. Le prélèvement de l’échantillon gazeux est réalisé au moyen d’une aiguille ce qui réduit l’espace mort.

Tableau 1 : Particularités anatomiques et physiologiques et leurs conséquences sur le monitorage

Tableau 2 : Principales constantes physiologiques

Tableau 3 : Signes cliniques à surveiller lors de l’anesthésie des rongeurs, des lagomorphes et des furets

Tableau 4 : Différents stades anesthésiques chez les petits mammifères