Le point Vétérinaire n° 266 du 01/06/2006
 

DERMANYSSUS GALLINAE, ECTOPARASITE DES VOLAILLES

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CONDUITE À TENIR

Lise Roy*, Claire Valiente Moro**, Claude Chauve***


*Laboratoire de parasitologie
de l’ENV Lyon,
UMR Inra-ENVL 958,
1, avenue Bourgelat,
69280 Marcy-l’Étoile
**Laboratoire de parasitologie
de l’ENV Lyon,
UMR Inra-ENVL 958,
1, avenue Bourgelat,
69280 Marcy-l’Étoile
***Laboratoire de parasitologie
de l’ENV Lyon,
UMR Inra-ENVL 958,
1, avenue Bourgelat,
69280 Marcy-l’Étoile

Dermanyssus gallinae est un parasite redouté en élevage de pondeuses. Cet acarien discret est un vecteur expérimental de salmonelles. Les traitements sont limités par l’absence de médicament avec une LMR définie dans les œufs.

Dermanyssus gallinae (the red fowl mite, actuellement dans la famille des Dermanyssidés, voir le tableau complémentaire “Place de D. gallinae parmi les acariens” sur Planète-vet) est un acarien hématophage parasite des oiseaux et résistant au jeûne. La répartition des poux rouges est particulière à chaque élevage. Elle doit donc être clairement identifiée afin de mettre en place des moyens de lutte efficaces. Le pou rouge ne doit pas être confondu avec d’autres espèces rencontrées en élevage de volailles en France.

Première étape : identifier les contextes d’infestation

1. Aire de répartition

D. gallinae est présent en Europe, alors qu’Ornithonyssus sylviarum, une espèce apparentée, sévit plutôt en Europe du Nord et en Amérique du Nord. Cette dernière espèce a été signalée en France il y a quelques années [3], mais n’a pas été retrouvée depuis.

2. Espèces atteintes

Le pou rouge est capable de parasiter un grand nombre d’oiseaux (plus de trente espèces recensées). En l’absence de volatiles, il peut aussi piquer des mammifères, notamment les chevaux et des rongeurs, ainsi que l’homme. Il peut alors provoquer une gêne chez le personnel, liée à des irritations cutanées et à une éventuelle allergie à l’acarien. Le problème majeur posé par D. gallinae ne se situe toutefois pas dans les maisons de particuliers comme cela a été suggéré, mais en aviculture [2].

3. Types d’élevages infestés

À peu près maîtrisé dans les élevages de volailles de chair, parfois présent chez les reproducteurs, le pou rouge pose surtout un problème en élevage de poules pondeuses car la bande est maintenue en production plus longtemps et les traitements sont limités par les directives européennes sur les limites maximales de résidus (LMR) dans les œufs. Il trouve des conditions de développement optimales dans les élevages avicoles actuels : en cage comme au sol chez les pondeuses. L’acarien est également rencontré dans les élevages “amateurs”, même si les infestations massives sont rares. En effet, les conditions sont favorables à l’hébergement d’arthropodes prédateurs des poux et la densité des volailles au mètre carré est moindre.

4. Facteurs favorisant le maintien du pou

Les poux rouges se logent dans des abris variés et souvent difficiles d’accès, notamment pour les substances acaricides éventuellement utilisées : sous des fientes sèches, dans des amas de plumes ou de duvet, dans les fissures des murs, dans les interstices situés entre divers constituants des structures d’élevage, notamment les petits éléments métalliques ou en matière plastique qui servent à unir les barreaux des cages en batterie, des perchoirs, pondoirs et/ou caillebotis au sol, etc. (PHOTO 1). La distribution de l’acarien est en outre variable d’un élevage, voire d’un bâtiment à l’autre. En l’absence de tout hôte, D. gallinae peut survivre plusieurs mois. Sa résistance au jeûne est fonction de son stade de développement, mais aussi de la température et de l’hygrométrie relative. Les protonymphes et les deutonymphes, les mâles adultes et les femelles non encore gorgées peuvent survivre sans nourriture pendant plusieurs mois (huit ou neuf mois pour les deutonymphes selon certains auteurs). La prise du premier repas de sang nécessaire à la maturation des œufs raccourcit la longévité des femelles. Toutefois, celles qui se nourrissent et pondent sans interruption semblent vivre plus longtemps que celles qui, après un premier cycle gonotrophique (voir la FIGURE “Cycle parasitaire de D. gallinae”), se trouvent privées de nourriture et ne peuvent pas enchaîner un deuxième cycle.

5. Impact en élevage de volailles

Cet ectoparasite qui ponctionne le sang des poules peut provoquer des pertes économiques non négligeables. Source de stress et d’irritations cutanées, il perturbe les oiseaux. Il engendre du picage et une détérioration du plumage, une augmentation de la consommation de nourriture par les volailles, accompagnés parfois d’une chute de la ponte. Les œufs sont déclassés en raison des taches de sang dues à des poux écrasés sur la coquille (jusqu’à 5 % d’œufs déclassés sur l’ensemble de la production d’une bande). Lors d’infestation massive, qui survient rapidement en l’absence d’intervention, le nombre d’érythrocytes et la concentration en hémoglobine peuvent diminuer. L’interprétation de cette anémie n’est cependant pas facile et les variations dans la composition sanguine demeurent souvent peu significatives. La mortalité par exsanguination constatée au laboratoire est difficile à évaluer sur le terrain.

Comme les tiques, cet acarien est en outre susceptible de transmettre des maladies entre volailles en raison de son comportement hématophage (voir l’ENCADRÉ “Rôle vectoriel potentiel du pou rouge des volailles”).

Deuxième étape : reconnaître le parasite

1. Modalités pratiques de diagnose simplifiée

L’examen microscopique de femelles adultes aux grossissements x 40 à x 400, en considérant en particulier les chélicères, permet de faire la distinction entre les différents acariens dont la présence est possible en élevage de volailles en France (voir l’ENCADRÉ “Définitions” et l’ENCADRÉ complémentaire “Distinction entre le mâle et la femelle” sur Planète-vet ). Une grille de diagnose peut être utilisée avec des acariens de taille moyenne à grande (au minimum 0,5 à 1 mm de long) (voir l’ENCADRÉ “Diagnose de D. gallinae”). En deçà, le parasite appartient à un autre groupe ou bien il s’agit d’un stade inapproprié à la diagnose. Il convient d’examiner plusieurs individus.

La couleur du parasite ne présente aucun intérêt pour la diagnose, car la cuticule de nombreux acariens, dont celle de D. gallinae, est transparente et laisse apparaître les organes et les liquides internes. L’acarien n’est donc rouge que lorsqu’il vient de prendre un repas de sang.

Avant l’examen, il convient de tuer les acariens dans de l’eau bouillante pour favoriser le déploiement des chélicères (souvent rétractées, surtout chez les Macronyssidés et les Dermanyssidés). Une décoloration avec de la potasse à 10 % (chauffée au bain-marie pendant quinze minutes) ou à l’acide lactique (à température ambiante, pendant un à trois jours) facilite l’observation. Pour rendre la décoloration plus efficace, il est possible de percer préalablement chaque individu vers l’arrière du corps à l’aide d’une aiguille fine, à la loupe binoculaire.

Schématiquement, hormis dans les familles des Macronyssidés, des Dermanyssidés et dans la superfamille des Uropodoidea, les chélicères des femelles adultes sont massives (articles épais, non filiformes) et munies de pinces, ou chelae, nettes et extrêmement chitinisées (forme “ancestrale”, (voir l’ENCADRÉ “Adaptation des chélicères à l’hématophagie”). Les femelles adultes des Macronyssidés, hématophages obligatoires, ainsi que des Uropodoidea, présentent des chélicères fortement allongées et aux chelae, réduites mais nettement dessinées. Chez les Dermanyssidés, hématophages obligatoires, l’allongement est également marqué et les chelae, sont atrophiées, indistinctes au microscope optique, même à fort grossissement (chélicères des femelles adultes filiformes, semblables à des cheveux).

Ces éléments de diagnose succincts suffisent à infirmer ou à confirmer une infestation à D. gallinae dans un élevage de poules pondeuses en France, mais en aucun cas pour les autres espèces d’acariens. Quelque 700 espèces sont incluses dans la famille des Laelapidés, plus de 100 dans celle des Macronyssidés, une soixantaine chez les Haemogamasidés… Les familles d’acariens potentiellement présentes en élevage ne sont pas toutes citées ici.

2. Risque de confusion avec d’autres acariens

Dans les élevages de pondeuses en France, D. gallinae est pratiquement la seule espèce infestante. La distinction entre D. gallinae et les autres espèces du genre Dermanyssus (D. hirundinis, D. gallinoides, etc.) est difficile. Cependant, ce sont plutôt des parasites des oiseaux sauvages, rarement observés dans les élevages (et systématiquement associés à des quantités massives de D. gallinae). Certains parasites de rongeurs du genre Liponyssoides spp., ressemblant au pou rouge et appartenant aussi à la famille des Dermanyssidés, peuvent aussi être rencontrés, mais ils sont rares.

Les autres espèces d’acariens parasites potentiellement présents dans les élevages appartiennent à d’autres familles. Les caractères discriminants sont donc plus accessibles. Ils sont soit parasites d’autres espèces que les volailles (souris notamment, potentiellement présentes dans les bâtiments), soit parasites non obligatoires et incapables de provoquer des dégâts comparables à ceux engendrés par D. gallinae. Ainsi, Ornithonyssus bacoti (Macronyssidé) est un ectoparasite hématophage inféodé aux rongeurs. Androlaelaps casalis (Laelapidé) est un prédateur d’autres arthropodes et un parasite hématophage seulement occasionnel (signalé en colonies importantes dans un élevage de dindes auquel il n’infligeait aucun dommage). Des Haemogamasidés, dont certaines espèces parasitent les rongeurs, peuvent aussi être rencontrés dans les élevages. Des espèces de la superfamille des Uropodoidea, saprophages et/ou prédatrices, sont fréquemment présentes dans les élevages au sol, ainsi que chez les éleveurs “amateurs”. Leiodinychus krameri (Dinychidé), couramment rencontré dans la poussière des greniers à foin, est parfois présent dans les poulaillers. Signalé comme un parasite occasionnel (par Neveu-Lemaire en 1938), il n’est généralement à l’origine d’aucun problème.

De nombreuses espèces de Laelapidés sont exclusivement prédatrices et incapables de parasiter la volaille (Hypoaspis spp., par exemple). D’autres familles de prédateurs sont souvent présentes, par exemple des Macrochelidés, des Parasitidés. Les espèces de cette dernière famille, contrairement à ce que semble indiquer leur nom, ne sont pas parasites ou seulement parasites occasionnels.

Troisième étape : traiter

La lutte contre D. gallinae se heurte à deux obstacles majeurs : sa biologie particulière et les limitations réglementaires.

1. Traiter l’animal n’est pas suffisant

Les traitements appliqués directement sur les poules sont superflus car D. gallinae est un ectoparasite nidicole. À la différence de O. sylviarum, le pou rouge ne séjourne pas longtemps sur son hôte. Le parasite ne grimpe sur l’oiseau que pour prendre un repas de sang, principalement la nuit, pendant une demi-heure à une heure et demie. Une fois le sang prélevé, il retourne dans un abri : la litière, les anfractuosités des murs, etc. Ce sont les lieux où il séjourne qu’il faut traiter pour le détruire. La lutte doit être instaurée précocement car le cycle du pou rouge peut être extrêmement rapide si un hôte est disponible et que la température et l’hygrométrie sont adéquates, comme c’est le cas dans les élevages de poules pondeuses. Un œuf du pou rouge peut alors évoluer pour devenir une femelle prête à pondre en une à deux semaines seulement.

2. Substances utilisables dans l’environnement

Pendant le vide sanitaire

Plusieurs acaricides au sens large peuvent être appliqués lors du vide sanitaire (molécules chimiques, mais aussi silice, extraits de plantes, etc.). L’utilisation des acaricides de synthèse en élevage de pondeuses n’est autorisée qu’entre deux bandes. Les principales molécules chimiques indiquées dans ce cadre sont des organophosphorés (Actogard®, Alfacron®). D’autres molécules destinées à lutter contre les arthropodes (certains pyréthrinoïdes préconisés contre les mouches(1)) sont aussi applicables. Il convient d’associer à ces traitements un dépoussiérage et un nettoyage efficace et minutieux afin d’éliminer le maximum d’acariens. Diluer les matières actives dans de grandes quantités d’eau à pulvériser en augmente l’efficacité. Il est ainsi recommandé d’imbiber au maximum les structures.

En présence de volailles

En présence de volailles, aucun médicament stricto sensu n’est autorisé car il n’existe pas à ce jour de spécialité avec AMM disposant d’une LMR déterminée pour les œufs. Toutefois, d’autres produits qui n’ont pas le statut de médicament, à base de soufre, de silice, d’huiles essentielles et/ou de pyrèthre naturel, sont employés, principalement en élevage de plein air. Certains biocides utilisables en présence de poules peuvent être légalement appliqués. Il s’agit de produits de traitement des bâtiments et des structures, et non des poules, généralement à large spectre d’action, qui ne détruisent pas uniquement le pou rouge, mais aussi d’autres agents pathogènes tels que les bactéries, les champignons, etc. L’efficacité de tous ces produits est difficile à évaluer car ils n’ont pas fait l’objet d’une étude précise et officielle, et les avis en provenance du terrain sont disparates, parfois contradictoires. Certaines différences d’efficacité constatées par les éleveurs et les autres acteurs de la filière sont parfois dues à des variations dans les protocoles d’application des produits. La rigueur du protocole d’application et une connaissance exhaustive de la répartition du parasite au sein de l’élevage semblent être les clés d’une lutte efficace. D. gallinae s’abrite souvent en petits groupes dans des interstices particulièrement étroits, à tel point qu’il est parfois difficile d’envisager que des poux rouges peuvent s’y loger. Il convient donc de ne pas se limiter à traiter les zones où sont réunis les agrégats les plus visibles.

3. Émergence d’une chimiorésistance ?

Les éleveurs se heurtent parfois à une diminution de l’efficacité des produits utilisés, qui peut être due à un défaut d’application. L’apparition de phénomènes de résistance à certaines molécules acaricides est aussi possible. Au laboratoire, des différences de sensibilité à certaines molécules acaricides ont été mises en évidence, aux pyréthrinoïdes notamment [1]. Des résistances marquées contre le DDT avait aussi été suspectées. Elles semblent de faible intensité vis-à-vis de quelques organophosphorés [14], sur des populations de poux rouges provenant d’élevages soumis à des pressions insecticides variables. Les travaux sur ce sujet demeurent peu nombreux et, en l’absence de souche sensible de référence, aucune véritable résistance n’a pu être démontrée.

4. Moyens complémentaires de lutte

Un programme lumineux par cycles courts (quatre heures de lumière/deux heures d’obscurité) aide à lutter contre D. gallinae. La prolifération des acariens est probablement limitée par la perturbation de leurs repas. D’autres moyens complémentaires de lutte pourraient être développés : phéromones répulsives, auxiliaires de lutte (acariens prédateurs, micro-organismes entomopathogènes), etc. Ces voies de recherche n’ont cependant pas encore abouti à des applications sur le terrain.

Il reste aussi beaucoup d’études à mener pour mieux appréhender le rôle vecteur de ce parasite, et notamment vis-à-vis de certains agents pathogènes impliqués en santé publique. En effet, la résistance au jeûne du pou rouge des volailles, son comportement nidicole, son éventuelle chimiorésistance, ainsi que sa répartition ubiquitaire en font une source potentielle de dissémination d’agents pathogènes qui pourrait favoriser le maintien de zones d’endémie.

  • (1) Index phytosanitaire de l’association de coordination technique agricole Acta 2006.

Rôle vectoriel potentiel du pou rouge des volailles

Au même titre que les tiques, l’implication de cet acarien hématophage dans la transmission vectorielle de plusieurs maladies a été suspectée (voir l’ENCADRÉ complémentaire “Anthropodes vecteurs définitions”, sur Planete-vet). Les travaux sont encore peu nombreux sur ce sujet et, lorsqu’ils existent, ils sont souvent limités. Le rôle du parasite est donc certainement sous-estimé dans l’apparition, le maintien et la propagation des certaines infections.

Pour les salmonelles (zoonose), le rôle de vecteur biologique expérimental du pou rouge a été récemment démontré par notre équipe. Des transmissions transovarienne et transstadiale des salmonelles ont en outre été observées. Si le rôle de vecteur naturel était confirmé par l’isolement de salmonelles à partir de prélèvements du terrain, D. gallinae pourrait être un facteur favorisant la persistance des infections à salmonelles pendant le vide sanitaire. Des bactéries ont été isolées à partir d’acariens prélevés sur le terrain, mais un plus grand nombre de cas serait nécessaire pour conclure au rôle de vecteur naturel de D. gallinae.

Les genres Listeria et Pasteurella, autres agents de zoonose, ont été isolés sur des poux rouges, mais le rôle vecteur n’a pas encore été étudié pour ces bactéries. D. gallinae serait un vecteur occasionnel de spirochètes (élimination de ces bactéries dans les matières fécales), sans en être pour autant un réservoir naturel. Il serait vecteur potentiel et réservoir avéré d’Erysipelothrix rhusiopathiae, bactérie responsable du rouget du porc (une zoonose). Il a aussi été expérimentalement démontré que D. gallinae peut être contaminé en se nourrissant sur des animaux infectés par Coxiella burnetii, agent de la fièvre Q (une zoonose). Actuellement, dans la superfamille des Dermanyssoidea, seule Liponyssoides sanguineus, espèce appartenant aux Dermanyssidés, est reconnue comme le vecteur principal d’un agent pathogène (Rickettsia akari).

Des virus animaux, dont ceux de la variole aviaire et de la maladie de Newcastle, sont parfois trouvés associés à D. gallinae. Ainsi, le rôle de vecteur biologique a été établi pour les virus des encéphalites équines de l’Est et de l’Ouest. Un rôle de vecteur mécanique vis-à-vis du virus de l’encéphalite équine vénézuélienne a également été associé. Les virus de l’encéphalite de Saint-Louis et des encéphalites à tiques ont été isolés sur ces acariens, sans que leur rôle vecteur ou celui de réservoir aient été démontrés. Ces virus équins sévissent en Amérique, mais D. gallinae pourrait porter des virus présents en Europe, comme celui de la maladie de Marek qui affecte les volailles.

Adaptation des chélicères à l’hématophagie

À gauche, les chélicères d’une femelle appartenant à une espèce non parasite apparentée aux Dermanyssidés donnent une idée de l’état ancestral, avec ses chelae ou pinces nettement développées (microscope optique).

Au centre, les chélicères d’une femelle de D. gallinae se présentent comme de fins cheveux au microscope optique.

À droite, une vue ventrale au microscope électronique à balayage des pièces buccales d’une femelle de D. gallinae permet de mieux comprendre leur conformation : les chélicères amincies et modifiées en gouttières peuvent se réunir pour former un sorte de tuyau. À leur base, un fourreau permet leur rétraction.

Définitions

Parasitiforme : l’une des deux grandes divisions du groupe des acariens, englobant entre autres les Mésostigmates tels D. gallinae, Ornithonyssus spp., Varroa spp. et les Métastigmates ou Ixodida, c’est-à-dire les tiques. L’autre division est celle des acariformes.

Coxa : article basal des pattes. Les pattes des acariens sont constituées de six articles : coxa, trochanter, fémur, genou, tibia, tarse (depuis la base jusqu’à l’extrémité).

Chélicères : appendices buccaux pairs des acariens, constitués de deux articles, le second portant une pince ou chela. Rétractiles chez certaines espèces.

Pédipalpes : appendices buccaux pairs semblables à de courtes pattes et encadrant les chélicères.

Congrès et internet

- Lubac S, Dernburg A, Bon G et coll. Problématique et pratique d’élevage en poules pondeuses dans le sud-est de la France contre les nuisibles : poux rouges et mouches. Proc. 5es Journées de la recherche avicole, Tours, 26-27 mars 2003:101-104.

http://insects.tamu.edu/research/collection/hallan/ acari/0ReportHi.htm

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  • 4 - Chauve C. The poultry red mite Dermanyssus gallinae (De Geer, 1778): current situation and future prospects for control. Vet. Parasitol. 1998;79:239-245.
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  • 9 - Neveu-Lemaire. Traité d’entomologie médicale et vétérinaire. Ed. Vigot, Paris. 1938;1339pp.
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  • 11 - Reynaud MC, Chauve C, Beugnet F. Dermanyssus gallinae (De Geer, 1778): reproduction expérimentale du cycle et essai de traitement par la moxidectine et l’ivermectine. Rev. Méd. Vét. Toulouse. 1997;148:433-438.
  • 12 - Valiente-Moro C, Chauve C et Zenner L. Vectorial Role of Some Dermanyssoid Mites (Acari, Mesostigmata, Dermanyssoidea). Parasite 2005;12:99-109.
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PHOTO 1. Agrégat de D. gallinae fraîchement gorgés sous un amas de fientes séchées, accumulées sur le seuil d’une trappe de sortie (élevage de poules pondeuses en plein air).

Cycle parasitaire de D. gallinae

Dans les conditions optimales, le cycle s’accomplit en une à deux semaines. Les larves (PHOTO A) ne se nourrissent jamais. Environ 24 heures après leur éclosion, elles muent en protonymphes (PHOTO B : encore à jeun). Les protonymphes (N1) et deutonymphes (N2) ont besoin d’un repas de sang pour accomplir leur métamorphose (environ 24 heures). La femelle adulte a besoin d’un repas de sang avant chaque ponte, 12 heures à 24 heures après chaque repas. Elle pond jusqu’à sept œufs à la fois et peut accomplir jusqu’à huit de ces cycles gonotrophiques dans sa vie, parfois avec une seule fécondation. Plus la femelle a réalisé de pontes, plus elle pond d’œufs à la fois. (PHOTO C : femelle adulte multipare en cours de digestion). Le mâle adulte (PHOTO D : état de digestion plus avancé) ne semble pas avoir besoin de se nourrir. Il semble rechercher les deutonymphes fraîchement gorgées, et donc en passe d’accomplir leur mue imaginale, et s’accouple avec elles peu après l’exuviation. (1) n = nombre d’ovipositions.

Diagnose de D. gallinae