Le point Vétérinaire n° 263 du 01/03/2006
 

NOUVEAUX ANIMAUX DE COMPAGNIE

Se former

CONDUITE À TENIR

Adeline Linsart*, Hervé Pouliquen**


*16, avenue du Clos-Jaunet,
44100 Nantes
**Unité de pharmacologie
et toxicologie,
ENV Nantes, Atlanpôle,
La Chantrerie,
44307 Nantes Cedex 03

Le diagnostic des intoxications des rongeurs et du lapin de compagnie est difficile. La conduite à tenir s’appuie sur le raisonnement clinique établi chez le chien et chez le chat.

Résumé

Les étapes essentielles

Étape 1 : Suspecter l'intoxication

• Signes cliniques évocateurs

• Recueil des commémoratifs

Étape 2 : Diagnostiquer l'intoxication

• Examen clinique approfondi

• Examens complémentaires immédiats

Étape 3 : Stabiliser l'animal

• Oxygénothérapie, contrôle des convulsions et de la température corporelle

• Traitement symptomatique

Étape 4 : Instaurer un traitement spécifique et éliminatoire

Les rongeurs et les lapins de compagnie sont fortement exposés aux toxiques en raison de leur petite taille et de leur comportement exploratoire développé.

Première étape : suspecter l’intoxication

Les propriétaires ont parfois assisté à l’intoxication et s’en inquiètent. Il convient alors d’évaluer rapidement le risque toxique et de préciser si le pronostic vital est ou non en jeu. En l’absence de commémoratifs évocateurs, certains éléments doivent faire suspecter une intoxication : l’apparition brutale des signes cliniques, leur évolution rapide, l’association de signes nerveux, digestifs, respiratoires, de troubles de la continence urinaire et l’absence d’hyperthermie le plus souvent [1, 2, 7, 8].

Les commémoratifs et la connaissance des comportements d’espèce sont décisifs. Les rongeurs et le lapin développent une attirance notable pour les plantes (PHOTO 1), et les rongeurs omnivores sont également attirés par les produits sucrés et gras. Il convient de connaître les possibilités de sorties non surveillées, d’accès aux produits dangereux et les conditions d’habitat et d’alimentation. La sortie surveillée des animaux avec l’estomac plein diminue le risque d’intoxication. Il peut être intéressant de reprendre en détail avec le propriétaire les dernières quarante-huit heures écoulées car ce dernier peut avoir assisté à l’exposition au toxique sans en percevoir le danger.

Durant ce premier contact avec les propriétaires et l’animal, il convient d’évaluer rapidement la gravité du tableau clinique afin de décider d’instaurer immédiatement un traitement d’urgence ou, à l’inverse, de réaliser un examen clinique approfondi.

Deuxième étape : diagnostiquer l’intoxication

1. Examen clinique à distance

L’examen à distance est réalisé immédiatement. La respiration est étudiée (courbe et fréquence respiratoires) afin de détecter une éventuelle dyspnée ou une cyanose (couleur des oreilles, du nez et des extrémités) qui peuvent menacer à court terme la vie de l’animal. Des troubles du comportement sont également recherchés (altération de l’état de conscience, exploration, apathie, douleur, mobilité). L’état d’embonpoint de l’animal peut permettre de déterminer le caractère aigu ou chronique de l’affection.

2. Examen clinique approfondi

Un examen clinique approfondi est ensuite réalisé.

• Il débute par une pesée précise de l’animal. Elle constitue à la fois le seul critère objectif pour assurer le suivi médical et l’élément clé dans la conduite thérapeutique (détermination des doses de médicaments à administrer, des volumes de perfusion, des doses toxiques, etc.).

• La prise de la température rectale est possible chez un animal calme.

• L’examen neurologique apporte de nombreuses informations. Il convient d’examiner attentivement la locomotion, de réaliser une palpation minutieuse du corps de l’animal et un examen attentif de la face. L’évaluation des réflexes périnéal, de flexion et du placer proprioceptif est utile pour l’établissement du diagnostic différentiel chez un animal choqué.

• L’examen de la cavité buccale à l’otoscope est également indispensable. Chez le hamster et chez l’écureuil de Corée, les abajoues doivent en outre être retournées.

3. Diagnostic différentiel

L’établissement du diagnostic différentiel nécessite de connaître les principales affections de ces petits mammifères.

• Des anomalies dans les conditions de logement et d’alimentation doivent toujours être recherchées car elles peuvent être à l’origine de nombreuses maladies.

• Les principales affections qui peuvent entraîner un tableau clinique semblable à une intoxication doivent être exclues (hypoglycémie et cétose, coup de chaleur, otite interne à l’origine d’ataxie, etc.) [1, 3, 5, 6]. L’hypoglycémie est fréquente chez les petits mammifères en raison d’un taux métabolique élevé et de l’évolution rapide vers la cétose (cobaye).

4. Examens complémentaires

Des examens complémentaires permettent d’instaurer rapidement une prise en charge adaptée et d’explorer le fonctionnement d’un ou de plusieurs organes.

• Les analyses toxicologiques ne sont généralement intéressantes que dans le cadre d’un diagnostic post-mortem : les résultats ne sont pas immédiats et les volumes d’échantillons nécessaires sont trop grands pour permettre des prélèvements chez l’animal vivant.

Toutefois, certains dosages, par exemple celui du plomb, sont parfois réalisés du vivant de l’animal.

• Le prélèvement sanguin représente un risque non négligeable pour la santé de ces petits animaux : les chocs vagaux et les crises d’épilepsie sont fréquents lors de la contention. La déplétion sanguine engendrée peut en outre parfois être élevée en raison de la petite taille de l’animal. Chaque prélèvement de sang ne doit pas dépasser 0,01 ml/g (poids corporel) [5]. Le choix des analyses doit donc être pertinent car il n’est pas possible de les multiplier. Une aiguille orange (25 G) montée sur une seringue de 1 ml est utilisée pour éviter de collaber la veine. Les principaux sites de prélèvement sont les veines jugulaire, céphalique, saphène et caudale.

Il est souvent difficile de réaliser une numération-formule avec le faible volume prélevé, mais un microhématocrite et un frottis sanguin apportent suffisamment d’informations. La lecture du frottis sanguin nécessite un peu d’entraînement et la connaissance des particularités cellulaires. Cependant, certaines anomalies des hématies lors d’intoxication sont aisément identifiables. Quelques paramètres biochimiques peuvent également être mesurés grâce à un glucomètre ou à des appareils tels que le Reflotron®. La réalisation de dilutions est également possible.

• L’analyse urinaire, peu coûteuse, apporte de nombreuses informations et doit être réalisée systématiquement en cas de mictions spontanées. Le prélèvement urinaire est facile chez les individus plus gros (compression manuelle de la vessie chez le cobaye, le chinchilla et le lapin). Il est utile de filtrer les urines de ces animaux avant de réaliser les analyses. Chez le lapin, une fausse albuminurie positive est fréquente. La coloration brun orangé (porphyrinurie physiologique) des urines dans cette espèce ne doit pas être confondue avec des troubles urinaires.

Dans l’urgence, pour effectuer un diagnostic différentiel rapide, il convient de mesurer le microhématocrite et la glycémie puis de réaliser un frottis sanguin. Si l’animal urine, la lecture d’une bandelette urinaire est intéressante.

Troisième étape : stabiliser l’animal

L’animal présenté est parfois malade depuis plusieurs jours. Déshydraté et prostré, en hypothermie, il doit être rapidement perfusé et réchauffé. Les manifestations de l’intoxication peuvent également menacer sa survie à court terme (convulsions, cyanose, dyspnée) ; un traitement spécifique doit alors immédiatement être instauré (voir l’ENCADRÉ “Stabilisation de l’état général de l’animal”) [1, 3].

1. Oxygénothérapie

L’oxygénothérapie est une mesure facile à mettre en œuvre. Elle est instaurée immédiatement chez tout animal débilité. Les principales mesures thérapeutiques peuvent être réalisées tout en maintenant l’animal sous oxygène. En cas de défaillance respiratoire, l’oxygénothérapie et la fluidothérapie évitent le plus souvent le recours aux analeptiques cardiorespiratoires.

2. Traitement anticonvulsivant

Le contrôle des convulsions est réalisé en première intention à l’aide de benzodiazépines. Le diazépam(1) (Valium®) peut être administré par voie intrarectale à l’aide d’une canule à l’extrémité arrondie. Un volume de 0,1 ml peut être utilisé (au-delà, le produit risque d’être expulsé).

Le midazolam(1) (Hypnovel®) est une alternative intéressante : il peut être administré par voie intramusculaire avec une résorption constante. Cependant, les injections intramusculaires peuvent provoquer une nécrose et des douleurs au point d’injection chez les rongeurs. Les barbituriques (phénobarbital(1), Gardenal®) peuvent être utilisés en seconde intention. L’accès intraveineux strict crée des difficultés pour ces petites espèces.

Les sédatifs analgésiques (médétomidine, Domitor®) sont également proposés. Leur utilisation chez les nouveaux animaux de compagnie paraît sécurisante en raison de leur emploi fréquent dans les protocoles anesthésiques. Leur excellente action myorelaxante est en outre recherchée dans les thérapeutiques anticonvulsivantes. Cependant, ces molécules sont à l’origine d’une forte dépression cardiovasculaire, particulièrement nocive chez ces petites espèces et des études expérimentales ont montré que l’activité anticonvulsivante est inconstante chez les petits mammifères [10].

3. Corticothérapie

La corticothérapie est utilisée chez le chien et chez le chat lors de choc ou de difficultés respiratoires. Elle a les mêmes indications chez les petits mammifères.

L’administration de corticoïdes chez les rongeurs et chez le lapin présente les mêmes effets délétères que chez le chien et le chat (augmentation du catabolisme protéique, hyperglycémie, toxicité rénale potentielle). Les corticoïdes inhibent en outre la sécrétion des prostaglandines, ce qui aboutit à des modifications du pH digestif qui entraînent la prolifération de certains germes normalement réprimés. Cela peut aboutir à des troubles digestifs et provoquer des entéropathies (de type maladie de Tyzzer chez le hamster) [4, 5, 12].

Des syndromes respiratoires aigus ont également été décrits chez cette espèce [4, 5, 12]. L’administration chronique de corticoïdes est également dangereuse car elle contribue à la lipidose hépatique (déjà fréquente chez le lapin et chez le cobaye).

Cependant, l’utilisation de ces molécules présente aussi de nombreux bénéfices : rôle bronchodilatateur et action hyperglycémiante notamment. Il convient donc de réfléchir aux risques et bénéfices attendus avant de les administrer. Un pansement digestif est systématiquement utilisé (voir l’ENCADRÉ “Effets secondaires des corticoïdes chez les rongeurs et les lagomorphes”) [4, 5, 12].

4. Restauration de la volémie

• La restauration de la volémie est indispensable chez tout animal débilité, d’autant plus que le cæcum développé nécessite un apport hydrique constant. La fluidothérapie, composante essentielle du traitement éliminatoire des intoxications, est systématiquement mise en place. Le risque d’hyperhydratation est élevé ; une pesée précise, la détermination des besoins d’entretien (voir le TABLEAU “Poids moyen et besoins d’entretien en eau des rongeurs et du lapin”) et une évaluation de la déshydratation (voir le TABLEAU “Évaluation de la déshydratation chez les rongeurs et le lapin”) sont indispensables [1, 3, 4, 5].

Les perfusions sont constamment surveillées. Le praticien peut utiliser des régulateurs de débit de précision. Ces adaptateurs, normalement utilisés en pédiatrie humaine, sont placés entre le cathéter et la tubulure de perfusion et offrent une plus grande précision dans le débit de perfusion (réglage de 5 à 250 ml par heure). Ils permettent de perfuser en intraveineux ou en intra-osseux des animaux de petite taille sans surveillance drastique et sans investissements coûteux (coût d’environ 3,50 € HT). Ces régulateurs se bouchent toutefois souvent. Une alternative est l’administration des fluides par petits bolus répétés.

La réhydratation peut être réalisée par différentes voies en fonction des espèces et de la quantité de volume hydrique à fournir.

• La voie intraveineuse est utilisable chez le lapin (veine marginale de l’oreille) (PHOTO 2). Un cathétérisme intraveineux est également possible dans la veine jugulaire chez les individus de grande taille. Un cathétérisme de la veine caudale chez le rat ou chez la souris est possible si l’animal reste apathique.

• La voie intra-osseuse est la seule méthode qui permette un apport central chez les animaux très déshydratés (collapsus vasculaire, veines petites et fragilisées) ou de petite taille. Elle est utilisable chez toutes les espèces. Cependant, chez les plus petits rongeurs, les cavités médullaires sont trop fines pour permettre l’insertion du guide. Les solutés et les volumes administrés peuvent être calqués sur la voie intraveineuse (sauf solutés hypertoniques). Le débit de perfusion est limité pour ne pas créer de surpression dans le fût osseux.

• La voie intrapéritonéale est une excellente alternative quelle que soit l’espèce. Un cathétérisme intra-abdominal peut être utilisé chez des animaux très abattus afin de renouveler les administrations de fluides ou de médicaments sans risquer de perforer des anses intestinales. Cette technique ne peut être utilisée chez un animal mobile. Il convient d’administrer des solutions tiédies.

• L’administration sous-cutanée (PHOTO 3) est satisfaisante chez un animal peu déshydraté (troubles digestifs sans pli de peau ou avec pli de peau modéré).

• L’administration orale de fluide permet de réhydrater le contenu digestif, mais doit être progressive afin de ne pas provoquer de météorisme.

5. Traitement symptomatique

La lutte contre les troubles digestifs est essentielle pour limiter les pertes en eau et en minéraux. L’administration de substances analgésiques peut être nécessaire dans le cas de stomatite ou de brûlure chimique (voir le TABLEAU “Médicaments utilisés pour le traitement des intoxications”).

Quatrième étape : instaurer un traitement spécifique

• Lors d’expositions cutanées et pulmonaires, les mesures à mettre en place sont semblables à celles décrites chez le chien et chez le chat.

• Lors d’exposition orale, le traitement éliminatoire présente quelques particularités chez les rongeurs et chez le lapin. Ces animaux sont incapables de vomir : il est donc impossible d’éliminer le toxique par ce biais. Les lavages gastriques sont également impossibles à effectuer : difficultés techniques (diamètre des sondes, nécessité d’une intubation trachéale) et risque de météorisme et de déséquilibre des flores digestives après l’administration de grands volumes d’eau par voie orale [7].

L’adsorption du toxique constitue donc la seule alternative. Cependant, un fort risque de ralentissement du transit existe, qui peut aboutir à des stases intestinales (notamment chez le cobaye et le chinchilla). Du charbon actif de la résine de colestyramine (Questran®(1)) (notamment lors de troubles liés à une antibiothérapie) [4] ou encore des pansements digestifs de type kaolin peuvent être utilisés. Ils sont systématiquement accompagnés d’un laxatif osmotique administré une demi-heure plus tard. Le sulfate de sodium est préférable. La paraffine ne doit pas être administrée lors d’emploi de charbon activé car elle en diminue le pouvoir adsorbant [7].

• L’accélération du transit est également bénéfique, notamment dans les cas où les adsorbants ne sont d’aucun secours (toxiques non adsorbés par le charbon). L’administration de paraffine est alors plus efficace et le produit est généralement bien accepté. Les laxatifs dérivés d’oses (ex. : sorbitol) peuvent entraîner des troubles digestifs par déviation du métabolisme de la flore intestinale et sont donc déconseillés [7].

• Une réelle diurèse forcée est difficile à mettre en place car une surveillance étroite est nécessaire, l’hyperhydratation étant rapidement atteinte. Cependant, l’instauration d’une perfusion intraveineuse, intra-osseuse ou intrapéritonéale est toujours bénéfique et mérite d’être systématisée chez les individus de plus grande taille. La dialyse intrapéritonéale est possible, mais le risque d’hyperhydratation reste élevé. L’efficacité de cette technique est en outre dépendante de la capacité du toxique à diffuser à travers les membranes biologiques (liposolubilité).

• La mise en place d’un traitement antidotique (voir le TABLEAU “Principaux antidotes utilisables chez les rongeurs et le lapin”) nécessite d’avoir identifié avec certitude le toxique en cause. Certains antidotes efficaces et peu dangereux peuvent être utilisés dans le cadre de simples suspicions [9].

• L’hospitalisation, si elle est nécessaire, doit tenir compte des particularités inhérentes à chaque espèce (voir l’ENCADRÉ “Précautions lors de l’hospitalisation des rongeurs et des lapins de compagnie”).

La conduite à tenir face à un rongeur ou à un lapin intoxiqué repose en grande partie sur une gestion médicale de l’animal choqué. Certaines mesures, faciles à mettre en place et peu coûteuses, méritent d’être instaurées immédiatement, avant même d’avoir établi le diagnostic étiologique.

  • (1) Médicament à usage humain.

Stabilisation de l’état général de l’animal

Oxygénothérapie au masque (des procédures d’intubation sont décrites chez ces petits animaux mais elles sont difficiles à utiliser en pratique sans un bon entraînement) et suppression des causes d’asphyxie

Arrêt des hémorragies

Contrôle des convulsions et des blessures auto-infligées

Correction des anomalies cardiaques

Contrôle de la température corporelle

D’après [1, 3, 7].

Effets secondaires des corticoïdes chez les rongeurs et les lagomorphes

Les effets secondaires des corticoïdes chez les rongeurs et les lagomorphes comprennent :

- un déséquilibre de la flore digestive ;

- l’émergence de la maladie de Tyzzer ;

- un syndrome respiratoire aigu chez le hamster ; - une lipidose hépatique.

La prévention des effets secondaires doit être systématique et consiste à utiliser des molécules à courte durée d’action, à administrer un pansement digestif, à instaurer une antibiothérapie à spectre large et à bonne diffusion digestive au besoin, et à respecter les doses grâce à une pesée précise de l’animal.

D’après [6, 7, 16].

Précautions lors de l’hospitalisation des rongeurs et des lapins de compagnie

Tenir les rongeurs et les lapins séparés des autres espèces en raison du stress engendré par la présence de carnivores à leurs côtés.

Utilisation du carcan parfois nécessaire (protection des cathéters, sondes naso-œsophagiennes, limitation de la coprophagie pour éviter un second passage digestif des toxiques).

Réalimentation progressive par administration de petits volumes répétés de soupe de légumes ou de solutions de réhydratation (Fortol C+ ou Prescription Diet Hill’s canine/feline a/d proscrits).

Administration de métoclopramide associée à la réalimentation progressive pour relancer la motricité digestive.

Administration journalière de vitamine C chez le cobaye.

Polyvitaminothérapie toujours intéressante sur une courte durée.

D’après [3].

  • 1 - Antinoff N. Small mammal critical care. Vet. Clin. North Amer.: Exotic Anim. Pract. 1998; 1(1):153-175.
  • 2 - Dumonceaux GA. Household toxicoses in exotic animals and pet birds, In : Kirk’s Current Veterinary Therapy XI. WB Saunders eds., Philadelphia. 1992:178-182.
  • 3 - Girling S. Veterinary Nursing of Exotic Pets. Basil, Blackwell Publishing, Oxford. 2003:314p.
  • 4 - Harcourt-Brown F. Textbook of rabbit medicine. Ed. Butterworth, Heinemann. 2002:410p.
  • 5 - Harkness JE, Wagner JE. The biology and medicine of rabbits and rodents. Williams and Wilkins, Baltimore. 1995:372p.
  • 6 - Hillyer E, Quesenberry K. Ferrets, rabbits and rodents : clinical medicine and surgery. WB Saunders, Philadelphia. 1997:461p.
  • 7 - Linsart A. Conduite diagnostique et thérapeutique des principales intoxications chez les Rongeurs, le Lapin et le Furet. Thèse Méd. Vét. n°41. Nantes. 2005:364p.
  • 8 - Navel O. Contribution à l’étude des affections neurologiques chez les rongeurs et lagomorphes de compagnie. Thèse Méd. Vét. Nantes n° 119. 2002:164p.
  • 9 - Richardson JA, Gwaltney-Brant SM. Tips for treating anticoagulant rodenticide toxicity in small mammals. Exotic DVM. 2002;4(1):5.
  • 10 - Souza Spinosa H, Gorniak SL, Palermo-neto J et coll. Pro and anticonvulsant effects of xylazine on convulsion models in rodents. Vet Human Toxicol. 1994;36 (1): 12-13.
  • 11 - Tanzella DJ. D-penicillamine treatment for copper toxicosis in a rabbit. J. Small Exotic Anim. Med. 1993 ; 2(3): 101-102.
  • 12 - Van Hoosier GL, Ladiges NC. Biology and diseases of hamsters, Chapter 5. In : Fox JG, Bennett JC, Loew FM, Laboratory animal medicine. Academic press, Orlando. 1984:123-147.

PHOTO 1. Les rongeurs et le lapin ont une attirance marquée pour les plantes.

PHOTO 2. Les injections par voie intraveineuse sont réalisables dans la veine marginale de l’oreille chez le lapin.

PHOTO 3. Les injections par voie sous-cutanée permettent la réhydratation des animaux peu déshydratés.

Poids moyen et besoins d’entretien en eau des rongeurs et du lapin

D’après [1, 5, 6].

Évaluation de la déshydratation chez les rongeurs et le lapin

D’après [6].

Médicaments utilisés pour le traitement des intoxications

IM : intramusculaire. IP : intrapéritonéale. IR : intrarectale. IV : intraveineuse. PO : per os. SC : sous-cutanée.(1) Médicament à usage humain. (2) Le cisapride n’est plus commercialisé. D’après [3, 4, 5, 6, 12].

Principaux antidotes utilisables chez les rongeurs et le lapin

(1) Médicament à usage humain. (2) Médicament réservé à l’usage hospitalier. D’après [3, 4, 5, 6, 9, 11].