Le point Vétérinaire n° 244 du 01/04/2004
 

PATHOLOGIE RESPIRATOIRE DES RUMINANTS

Se former

COURS

Céline Falcy*, Yves Millemann**, Renaud Maillard***, Bruno Polack****


*Clinique vétérinaire,
27520 Bourgtheroulde
**Pathologie du bétail
***Parasitologie, ENVA,
7, avenue du Général De Gaulle,
94704 Maisons-Alfort Cedex

De nombreuses techniques sont utilisables pour compléter l’examen clinique lors d’affections respiratoires chez les ruminants. La connaissance de leurs particularités respectives permet de préciser leurs indications.

Résumé

Deux techniques d’imagerie médicale peuvent être utilisées lors d’affections respiratoires chez les bovins : la radiographie, difficile à mettre en œuvre chez les bovins adultes et dont les possibilités d’investigation sont limitées, et l’échographie, surtout pour les affections pleurales. Plusieurs techniques invasives permettent de recueillir des échantillons (sécrétions nasales, épanchement pleural, tissu pulmonaire, liquide trachéobronchique ou broncho-alvéolaire) qui seront soumis à divers examens de laboratoire. Des examens cytologiques, bactériologiques, virologiques (isolement viral) et histologiques peuvent alors être demandés en fonction des hypothèses diagnostiques à explorer. Les techniques biomoléculaires (amplification génique) et sérologiques sanguines représentent des compléments utiles pour le diagnostic virologique. L’examen coproscopique est en outre intéressant pour le diagnostic des strongyloses pulmonaires.

Face à une affection respiratoire chez un ruminant, le praticien dispose de nombreux outils complémentaires à l’examen clinique pour l’aider à établir un diagnostic du vivant de l’animal. Cependant, l’emploi des différents examens disponibles doit être réfléchi en fonction de leur coût, mais aussi de leur intérêt. En effet, un bon examen complémentaire doit permettre de faire le tri dans les différentes hypothèses diagnostiques qui s’imposent.

Examens complémentaires non invasifs : imagerie médicale

Parmi les différentes techniques d’imagerie médicale existantes, l’examen radiographique et l’échographie peuvent être utilisés chez les ruminants. Les autres techniques (scintigraphie, scanner, IRM) ne sont envisageables que dans le domaine de la recherche.

1. Radiographie

De la même façon que chez les ovins et les caprins [23, 31, 35], l’examen radiographique du thorax peut être entrepris chez les veaux âgés de moins de six mois, en raison de leur taille relativement modeste [19, 25]. L’équipement et les techniques utilisés chez le gros chien sont appropriés [23, 31, 35]. Des vues ventrodorsales et latérolatérales peuvent être obtenues facilement, en prenant soin de bien tirer les membres antérieurs le plus loin possible vers l’avant, afin de dégager le champ pulmonaire [25, 31, 35]. Une légère tranquillisation est parfois nécessaire, surtout chez la chèvre [31]. Un appareil portatif classique peut être utilisé afin de réaliser l’examen à la ferme [19, 35].

En revanche, la radiographie ne peut être utilisée facilement chez les bovins adultes, car elle nécessite l’utilisation d’appareils très puissants, qui ne sont pas disponibles chez les praticiens [19, 23, 35]. En outre, l’interprétation de clichés réalisés chez des animaux de grande taille est difficile [19, 25].

La radiographie est indiquée lors de suspicion d’une anomalie congénitale d’une structure de la cavité thoracique, d’une maladie infectieuse des plèvres, du parenchyme pulmonaire, de l’arbre trachéobronchique ou du médiastin, de pneumothorax, de tumeur thoracique, de traumatisme ou de présence d’un corps étranger métallique [31, 35]. En revanche, de nombreuses affections, telles que les trachéites, les bronchites, les bronchiolites, les alvéolites et l’emphysème alvéolaire n’entraînent que peu de modifications visibles sur une radiographie [35]. De plus, cet examen a une résolution limitée, les lésions dont le diamètre est inférieur à 6 mm ne sont pas détectées [35]. La région cranioventrale est moins visible que la région dorsocaudale [29]. L’examen radiographique du thorax est utile pour confirmer la présence de modifications étendues des poumons [18, 31].

Les radiographies du cou et de la tête sont intéressantes pour l’exploration des affections de l’appareil respiratoire supérieur [35]. Par cette méthode, les sinus, le larynx et le pharynx peuvent être visualisés, ainsi que certaines modifications de la trachée, telles que les collapsus trachéaux [14, 15, 35]. Les masses intranasales, les corps étrangers nasaux et les sinusites peuvent être détectés par ce biais [23]. Les sinus tumoraux ou inflammatoires apparaissent modifiés sur les clichés radiographiques, la densité des tissus y est anormale, une ligne horizontale marquant la limite d’un liquide est visible sur certains clichés et une lyse osseuse ou une réaction périostée peuvent être visualisées [35].

2. Échographie

L’échographie peut être utilisée pour visualiser les plèvres et la surface des poumons. Le parenchyme pulmonaire normal ne peut être exploré par cette méthode, parce qu’il contient naturellement de l’air et que les ultrasons n’y pénètrent pas [35]. L’échographie est utilisable facilement chez le mouton et la chèvre [3, 24, 29, 30, 31], ainsi que chez les bovins [19, 25]. Les animaux doivent être auparavant tondus. Le thorax est ensuite méthodiquement exploré, à l’aide d’une sonde sectorielle de 5 MHz, appliquée dans les espaces intercostaux VI à XI, des deux côtés du thorax [3, 24, 25, 30].

Par cette technique, de très petites quantités de liquide pleural peuvent être détectées, alors qu’elles passent inaperçues à l’auscultation, à la percussion et à l’examen radiographique [35]. Le caractère de l’épanchement peut également être précisé. Un liquide clair est anéchogène, tandis que la présence de fibrine ou de cellules dans ce liquide est visualisable sous la forme de petites structures échogènes semblant flotter dans celui-ci [35]. L’échographie est la technique de choix pour suivre l’évolution d’un épanchement pleural [35]. Les surfaces pleurales peuvent également être visualisées par cette technique et un épaississement de celles-ci est facilement détectable [35]. Les adhérences pleurales sont caractérisées par une moindre amplitude des mouvements des plèvres lors du cycle respiratoire [35]. Le parenchyme pulmonaire hépatisé ou atélectasié peut être pénétré par les ultrasons et être ainsi visualisé [35]. Enfin, les abcès pulmonaires ou les tumeurs proches de la surface pulmonaire sont également visibles [3, 30, 35]. Ainsi, les lésions d’adénomatose sont détectables à l’échographie, mais des examens supplémentaires sont nécessaires pour confirmer le diagnostic [24, 30]. Cette méthode de diagnostic pourrait être intéressante, étant donné qu’aucune autre n’est actuellement disponible chez l’animal vivant, à part les biopsies pulmonaires [30].

L’intérêt de l’échographie réside dans le fait que cet examen est peu coûteux, rapide, non invasif et facile à entreprendre dans l’élevage. En outre, de nombreux vétérinaires ruraux sont actuellement équipés pour les suivis de reproduction chez les animaux de rente [30].

Enfin, l’échographie permet de réaliser des ponctions de liquide pleural, dans un but diagnostique ou thérapeutique, ou des biopsies pulmonaires échoguidées, pour un examen histologique [3, 24, 30, 35]. Cependant, elle ne permet l’exploration du parenchyme pulmonaire qu’en quelques occasions et nécessite une certaine habitude pour l’interprétation des images.

Au bilan, radiographie et échographie sont deux types d’examens parfaitement complémentaires, puisqu’ils ne sont pas utilisables dans les mêmes cas de figure (voir le TABLEAU “Avantages et inconvénients de la radiographie et de l’échographie pour le diagnostic des affections respiratoires chez le veau et les petits ruminants”).

Examens complémentaires invasifs

De nombreuses techniques invasives peuvent être mises en œuvre afin notamment de collecter des échantillons en vue d’analyses cytologiques, bactériologiques ou histologiques, en vue de préciser la nature d’une affection ou son agent étiologique. Certains de ces examens invasifs sont de réalisation facile et peu coûteuse et peuvent donc être pratiqués chez des animaux d’élevage de faible valeur.

Il s’agit pour l’essentiel de l’écouvillonnage des cavités nasales, de la récolte de liquide pleural par thoracocentèse, des biopsies pulmonaires, de l’aspiration transtrachéale (ATT) ou lavage transtrachéal, de l’endoscopie et du lavage broncho-alvéolaire, du lavage endotrachéal et de la trépanation des sinus.

L’ensemble de ces techniques, ainsi que leurs objectifs et leurs avantages et inconvénients, ont fait l’objet d’une présentation dans un précédent article(1).

Apport des examens complémentaires au diagnostic

La réalisation d’analyses de laboratoire est nécessaire pour l’établissement du diagnostic de certaines affections respiratoires des ruminants du vivant de l’animal.

L’examen biochimique sanguin, la réalisation d’une numération-formule sanguine ou la mesure de la pression des gaz sanguins offrent peu d’intérêt dans le cadre des affections respiratoires des ruminants.

Les principales analyses à mettre en œuvre en cas de troubles respiratoires relèvent de la cytologie, de la coproscopie, de la bactériologie, de la virologie et de l’histologie.

Les examens cytologiques ayant été détaillés dans un précédent article(1), nous nous limiterons à l’exposé des autres techniques citées.

1. Examen coproscopique

Dans les cas de strongyloses pulmonaires, la mise en évidence de la présence de larves des parasites en cause suffit pour confirmer l’infestation [16]. Ceci se fait de façon simple, grâce aux techniques classiques de coproscopie. Afin d’avoir une idée assez précise de l’état parasitaire d’un groupe d’animaux, il est recommandé de faire des coproscopies individuelles sur 5 à 10 % des animaux du lot. Pour ce faire, un prélèvement de fèces est réalisé directement dans le rectum des animaux (10 g suffisent). Ce prélèvement est ensuite identifié, daté, placé dans un pot ou un sac plastique. La température idéale de conservation d’un tel échantillon se situe entre 5 et 10 °C. La congélation du prélèvement est à proscrire, car elle provoque l’éclatement des œufs, de même que l’utilisation de liquide de conservation [16].

Pour la réalisation de l’examen coproscopique, 5 g de fèces (pesés avec précision) sont mélangés, de façon homogène, à l’aide d’un mortier, avec un liquide dense, le plus souvent du sulfate de magnésium en solution saturée (suffisant ici, peu coûteux et facile d’utilisation, contrairement au iodomercurate de potassium) [5, 16]. La solution ainsi obtenue est ensuite filtrée à travers une passoire à thé, afin d’éliminer les gros débris végétaux. Le liquide est récupéré dans un récipient de type bécher et agité pendant quelques minutes (par exemple à l’aide d’un agitateur magnétique). Une partie du surnageant est ensuite prélevée et placée sur une lame pour examen au microscope. La plupart du temps, une lame de Mac-Master est utilisée, afin de réaliser le dénombrement des œufs, car l’examen coproscopique permet également de faire l’état de l’infestation par les strongles digestifs. La lecture de la lame a lieu au bout de cinq minutes [16]. Le mélange tamisé peut aussi être placé dans un tube à essai, jusqu’à obtention d’un ménisque convergent, sur lequel une lamelle est placée. Après un repos de vingt minutes, la lamelle est récupérée. Elle entraîne avec elle une goutte du liquide, dans laquelle se sont concentrés les éléments parasitaires qui sont remontés à la surface. Cette lamelle est déposée délicatement sur une lame pour examen microscopique [5]. Cette technique, uniquement qualitative, est suffisante pour le diagnostic des affections parasitaires de l’appareil respiratoire [16].

Les œufs des strongles respiratoires éclosent au cours de leur élimination par l’animal. Ce sont donc des larves qui sont observées dans les fèces [16]. Leur reconnaissance permet d’établir un diagnostic. Cependant, le pronostic est variable en fonction de l’espèce impliquée [5]. Ainsi, une atteinte par un dictyocaule est plus grave que par d’autres parasites de l’appareil respiratoire [6]. Attention, un examen coproscopique négatif ne signifie pas que l’animal est indemne [6].

L’examen coproscopique est relativement simple à mettre en œuvre. Il demande peu de matériel et le praticien, avec un peu d’habitude, peut facilement le pratiquer au cabinet.

2. Examen bactériologique

Afin de mettre en évidence la présence de bactéries, de les caractériser, voire de connaître les antibiotiques actifs sur la ou les bactéries en cause dans une affection de l’appareil respiratoire, un examen bactériologique, éventuellement suivi de la réalisation d’un antibiogramme, peut être entrepris sur divers échantillons prélevés stérilement, tels que les liquides d’épanchement thoracique, de lavage broncho-alvéolaire ou de d’aspiration transtrachéale ou des écouvillons des cavités sinusales. Cet examen est particulièrement intéressant à réaliser en cas d’échec d’un traitement antibiotique prescrit en première intention, le prélèvement étant alors réalisé chez un autre animal présentant les mêmes symptômes mais n’ayant reçu aucun traitement.

La difficulté du diagnostic des infections bronchopulmonaires est liée à l’obtention d’échantillons cliniques non contaminés par la flore bactérienne oropharyngée. En effet, celle-ci masque la flore pathogène et engendre des difficultés lors de l’interprétation des résultats. La technique de l’aspiration transtrachéale permet de garantir l’absence de contamination. C’est la méthode de choix pour le diagnostic des infections à bactéries anaérobies strictes [26].

Les liquides de lavage broncho-alvéolaire ou d’aspiration transtrachéale sont centrifugés (500 tours par minute pendant dix minutes) avant ensemencement, afin de faire sédimenter les particules en suspension. Une coloration de Gram est également réalisée pour examen direct. Une goutte du culot de centrifugation, diluée ou non selon que la méthode est qualitative ou quantitative, est ensuite ensemencée. Différents milieux sont utilisés : la gélose au sang, la gélose au sang cuit enrichie, incubée sous 10 % de dioxyde de carbone, et la gélose de Drigalski ou de Mac Conkey. La présence à l’examen direct de spores, de levures ou d’éléments mycéliens impose l’ensemencement d’un milieu de Sabouraud, incubé à 30 °C. En l’absence de toute souillure par des germes contaminants, la présence à la coloration de Gram de bacilles Gram+, filamenteux et ramifiés, impose de faire un isolement sur milieu de Löwenstein-Jensen. Ce milieu est examiné tous les jours, pendant au moins une semaine, pour détecter l’apparition éventuelle de colonies de Nocardia [26]. Le milieu de Löwenstein-Jensen permet également l’isolement des mycobactéries, dont la croissance est très lente [33]. En cas de suspicion d’abcès pulmonaires ou en présence d’un prélèvement très purulent à odeur fétide, avec flore pléiomorphe à l’examen direct, des cultures en anaériobose sur gélose au sang ou sur gélose de Schaedler et vitamine K3, avec ou sans kanamycine, sont réalisées systématiquement.

L’isolement de Chlamydia psittaci nécessite le recours à un laboratoire spécialisé, qui applique des mesures strictes afin d’éviter les contaminations humaines [26]. La caractérisation des bactéries isolées se fait ensuite grâce à une série de tests biochimiques permettant l’identification de l’espèce bactérienne. Un antibiogramme est souvent réalisé par la suite [21].

L’examen cytobactériologique des sécrétions bronchopulmonaires ne donne jamais de résultats ayant une valeur absolue. Un diagnostic étiologique valable nécessite une confrontation entre les données cliniques et bactériologiques [26]. Cet examen est particulièrement intéressant à réaliser en cas d’échec thérapeutique.

3. Examens virologiques

Isolement viral

En cas d’infection virale, une culture peut être entreprise à partir d’écouvillons nasaux (IBR) ou de liquides de lavage broncho-alvéolaire ou d’aspiration transtrachéale, ou parfois à partir de cellules sanguines circulantes (par exemple des monocytes dans le cas du virus visna-maedi) [28]. Elle est réalisée à l’aide de cellules vivantes, par exemple des cellules de rein de veau fœtal. Les virus sont reconnus grâce à leur effet cytopathogène éventuel et les antigènes viraux peuvent être caractérisés par sérologie. Cependant, cette technique est d’un intérêt limité chez les ovins et les caprins. En effet, les virus impliqués dans les affections respiratoires aiguës (PI3, adénovirus, etc.) ne sont pas recherchés en routine car leur effet pathogène est limité. Le virus visna-maedi et le virus de l’arthrite-encéphalite caprine sont, quant à eux, relativement facilement mis en évidence par des méthodes sérologiques, alors que leur culture est délicate [28]. Actuellement, aucun test de dépistage du virus de l’adénomatose, utilisable en routine chez un animal vivant, n’existe [32].

Amplification génique

Ces dernières années, l’utilisation des techniques d’amplification génique, PCR (Polymerase Chain Reaction) et RT-PCR (Reverse Transcriptase-Polymerase Chain Reaction), s’est développée pour la mise en évidence de nombreux virus, par exemple le virus de l’IBR ou le virus RSV [32]. Ces deux techniques ont également été testées pour la mise en évidence des virus de l’arthrite-encéphalite caprine et du visna-maedi, soit directement sur des échantillons prélevés chez des animaux malades, notamment sang ou lait, soit indirectement après culture cellulaire [17, 22]. Les résultats sont encourageants et la technique semble sensible et spécifique, sauf quand elle est appliquée sur le lait. Cependant, elle est coûteuse et son utilisation n’est donc pas possible en routine, mais plutôt comme test de référence [22]. La RT-PCR permettant la détection du virus de l’adénomatose est en cours d’expérimentation [10].

Examens sérologiques

Le développement des tests Elisa (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay) directs et indirects a permis l’amélioration du dépistage des animaux infectés par les principaux virus responsables d’affections respiratoires. Ils sont désormais utilisés en routine pour la détection des virus de l’IBR, para-influenza de type 3 bovin, RSV et de l’adénovirus bovin, ainsi que des virus visna-maedi et de l’arthrite-encéphalite caprine [22, 32]. D’autres examens sont également réalisables (immunodiffusion en gélose pour le visna-maedi ou le virus de l’arthrite-encéphalite caprine, inhibition de l’hémagglutination pour le virus para-influenza de type 3 bovin, immunodiffusion en gélose pour les adénovirus, etc.) [32].

Les tests sérologiques sont des techniques simples, disponibles (les laboratoires départementaux les réalisent) et de coût modéré. Cependant, ils détectent les animaux infectés et non les malades. Leurs résultats doivent toujours être confrontés à la clinique. Ces techniques sont surtout valables à l’échelle du troupeau, notamment chez les petits ruminants. Enfin, elles ne permettent pas la détection de tous les animaux, car les délais de séroconversion sont parfois longs, certains animaux infectés ne développent pas une réponse immunitaire suffisamment forte pour être détectable, ou certains animaux séropositifs deviennent séronégatifs de façon transitoire [22, 27].

4. Histologie

L’examen histologique est réalisé à partir d’échantillons prélevés lors d’une intervention chirurgicale ou d’une biopsie. Cet examen ne peut être effectué que par un laboratoire spécialisé car il nécessite, pour la préparation des lames d’histologie, un matériel spécifique et coûteux, ainsi que l’intervention d’un spécialiste pour la lecture et l’interprétation des lames. Ainsi, le praticien doit adresser ses échantillons, correctement conditionnés et baignant dans une solution de fixation (formol, liquide de Bouin), au laboratoire d’anatomie pathologique de son choix, de préférence vétérinaire, afin que les conclusions de l’examen puissent être orientées en fonction des particularités de l’espèce. L’anatomopathologiste décrit les lésions microscopiques observées, puis les interprète dans sa conclusion en indiquant l’affection en cause ou les affections probablement responsables des anomalies tissulaires.

  • (1) Falcy C, Millemann Y, Maillard R, Polack B. Examens paracliniques en pathologie respiratoire. Point Vét. 2003 ; 34 (n° spécial « Examens paracliniques chez les bovins ») : 142-147.

En savoir plus

- Blond L. Examen radiographique du thorax chez les bovins. Point Vét. 2003 ; 34 (n° spécial « Examens paracliniques chez les bovins ») : 56-62.

- Ravary B. Echographie du thorax chez les bovins. Point Vét. 2003 ; 34 (n° spécial « Examens paracliniques chez les bovins ») : 68-71.

Points forts

La résolution de la radiographie pulmonaire est limitée : les lésions dont le diamètre est inférieur à 6 mm ne sont pas détectées.

La radiographie est utile pour confirmer la présence de modifications étendues des poumons.

Les radiographies du cou et de la tête sont intéressantes pour l’exploration des affections de l’appareil respiratoire supérieur.

L’échographie peut être utilisée pour visualiser les plèvres et la surface des poumons.

L’échographie est la technique de choix pour caractériser et suivre l’évolution d’un épanchement pleural.

L’examen coproscopique est relativement simple à mettre en œuvre, demande peu de matériel et peut facilement être pratiqué au cabinet vétérinaire.

Un examen coproscopique négatif ne signifie pas que l’animal est indemne.

La bactériologie est un examen particulièrement intéressant à réaliser en cas d’échec d’un traitement antibiotique prescrit en première intention (le prélèvement étant alors réalisé chez un autre animal présentant les mêmes symptômes mais n’ayant reçu aucun traitement).

La technique de l’aspiration transtrachéale permet de garantir l’absence de contamination des prélèvements par la flore bactérienne oropharyngée.

Les tests Elisa sont utilisés en routine pour la détection des principaux virus respiratoires des ruminants.

Les techniques sont surtout valables à l’échelle du troupeau, notamment chez les petits ruminants.

En savoir plus

- Courouble F. Examens coproscopiques au cabinet vétérinaire. Point Vét. 2003 ; 34 (n° spécial « Examens paracliniques chez les bovins ») : 50-54.

- Rousseau C. Les analyses courantes réalisables au cabinet vétérinaire. Point Vét. 2003 ; 34 (n° spécial « Examens paracliniques chez les bovins ») : 20-25.

  • 3 - Braun U, Fluckiger M, Sicher D, Theil D. Suppurative pleuropneumonia and a pulmonary abscess in a ram : ultrasonographic and radiographic findings. Schweiz. Arch. Tierheilk. 1995 ; 137 : 272-278.
  • 5 - Bussieras J, Chermette R. Abrégé de parasitologie vétérinaire, fascicule I, Parasitologie générale. Maisons-Alfort, Service de parasitologie, ENVA 1991 : 75 p.
  • 6 - Bussieras J, Chermette R. Abrégé de parasitologie vétérinaire, fascicule III, Helminthologie vétérinaire, 2e éd. Maisons-Alfort, Service de parasitologie, ENVA 1995 : 299 p.
  • 10 - De Martini JC, York DF. Retrovirus-associated neoplasms of the respiratory system of sheep and goats. Ovine pulmonary carcinoma and enzootic nasal tumor. Vet. Clin. North Am. (Food Anim. Pract.) 1997 ; 13(1) : 55-70.
  • 14 - Jackson PGG, White RAS, Dennis R, Gordon DF. Tracheal collapse in a goat. Vet. Record. 1986 ; 119 : 160.
  • 15 - Jones SL, Schumacher J. What is your diagnosis ? Case 1. J. Amer. Vet. Med. Assn. 1990 ; 197(3) : 395-396.
  • 16 - Kerboeuf D, Hubert J, Hoste H. Le diagnostic de laboratoire des strongyloses des ruminants. Point Vét. 1997 ; 28 (n° spécial « Parasitologie des ruminants ») : 1871-1878.
  • 17 - Knowles DP. Laboratory diagnostic tests for retrovirus infections of small ruminants. Vet. Clin. North. Am. (Food Anim. Pract.) 1997 ; 13(1) : 1-11.
  • 18 - Koenig GJ, Partington BP, Hull BL, Haibel GK. What is your diagnosis ? Case 2. J. Amer. Vet. Med. Assn. 1990 ; 197(3) : 396-397.
  • 19 - Mac Gorum BC, Dixon PM, Radostits OM et al. Clinical examination of the respiratory tract. In : Veterinary clinical examination and diagnosis. London, W.B. Saunders 2000 : 299-347.
  • 21 - Martel JL, Guérin E, Brunet C, Saras E. Diagnostic bactériologique des bronchopneumonies pasteurelliques. Bull. GTV 2001 ; 10 : 261-263.
  • 22 - Pépin M, Vitu C, Russo P, Mornex JF, Peterhans E. Maedi-visna virus infection in sheep : a review. Vet. Res. 1998 ; 29 : 341-367.
  • 23 - Pringle JK. Ancillary testing for the ruminant respiratory system. Vet. Clin. North. Am. (Food Anim. Pract.) 1992 ; 8(2) : 243-256.
  • 24 - Pusterla N, Braun U, Grest P, Ossent P. Ein Fall von Lungenadenomatose bei einem Schaf. Diagnose Durch Lungenbiopsie unter Ultraschallkontrolle. Tierärztl. Umsch. 1995 ; 50 : 340-343.
  • 25 - Radostits OM, Gay CC, Blood DC, Hinehcliff KW. Diseases of the respiratory system. In : Veterinary medicine. A textbook of the diseases of cattle, sheep, pigs, goats and horses, 9th ed. London, New York, Philadelphia, San Francisco, Saint-Louis, Sydney, W.B. Saunders 2000 : 421-435.
  • 26 - Richard Y, Kodjo A, Cadoré JL. L’apport du laboratoire de bactériologie dans les infections respiratoires bactériennes. Point Vét. 1994 ; 26 (n ° special « Biologie clinique ») : 443-446.
  • 27 - Rimstad E, East NE, Torten M, Higgins J, Derock E, Pedersen NC. Delayed seroconversion following naturally acquired caprine arthritis-encephalitis virus infection in goats. Am. J. Vet. Res. 1993 ; 54 : 1858-1862.
  • 28 - Russo P, Vitu C, Guiguen F. La maladie maedi-visna du mouton : revue et perspectives. Point Vét. 1991 ; 23(139) : 693-698.
  • 29 - Scott PR. Extensive fibrinous pleuresy associated with Streptococcus dysgalactiae mastitis in two ewes. Vet. Record. 2000 ; 146 : 347-349.
  • 30 - Scott PR, Gessert ME. Ultrasonographic examination of the ovine thorax. Vet. J. 1998 ; 155 ; 3085-310.
  • 31 - Smith M, Sherman D. Goat medecine. Philadelphia, Lea and Febiger, 1994 : 620 p.
  • 32 - Thiry E. Maladies virales des ruminants. Maisons-Alfort, Éditions du Point Vétérinaire 2000 : 244 p.
  • 35 - Warner AE. Diagnostic procedures for the respiratory system. In : Large animal internal medicine, 2nd ed. Saint-Louis, The C.V. Mosby Company 1996 : 550-565.

Avantages et inconvénients de la radiographie et de l’échographie pour le diagnostic des affections respiratoires chez le veau et les petits ruminants

D'après [19].