Le point Vétérinaire n° 362 du 01/01/2016
 

RHUMATOLOGIE CANINE

Dossier

Maud Ménard*, Ghita Benchekroun**


*Service de médecine interne,
Centre hospitalier universitaire
vétérinaire d’Alfort,
ENV d’Alfort, 7, avenue du Général-de-Gaulle,
94704 Maisons-Alfort
**Service de médecine interne,
Centre hospitalier universitaire
vétérinaire d’Alfort,
ENV d’Alfort, 7, avenue du Général-de-Gaulle,
94704 Maisons-Alfort

Douleurs et boiteries sont les symptômes le plus souvent rencontrés lors de polyarthrites à médiation immune. La démarche diagnostique commence par la réalisation de radiographies articulaires et une analyse du liquide synovial.

Résumé

→ Les polyarthrites à médiation immune sont caractérisées par des signes cliniques communs qu’il convient de savoir reconnaître. Elles sont souvent associées à un syndrome ambulatoire douloureux qui peut notamment être retrouvé lors de certaines maladies neurologiques ou orthopédiques. La présentation clinique est parfois plus fruste : fièvre, réticence à se déplacer ou raideur isolée. D’autres symptômes peuvent s’ajouter au tableau clinique en fonction de la cause de l’affection. En cas de suspicion, des radiographies articulaires et une analyse du liquide synovial constituent les premières étapes du diagnostic.

Summary

Etiological diagnosis in immune-mediated polyarthritis

→ The various forms of polyarthritis in dogs are manifested by common symptoms, regardless of origin. In clinically suspected case, joint radiographs and synovial fluid analysis are used to establish a diagnosis and distinguish the non-erosive from erosive forms. However, the cause of the disease is only rarely determined using these tests alone. A complete examination of anamnestic, clinical and paraclinical elements is required to determine the origin of the condition.

Key words

Polyarthritis, immune-mediated, epidemiology, clinical signs, diagnosis

Lors d’atteinte sévère, une polyarthrite à médiation immune (PMI) se manifeste par des boiteries, un syndrome fébrile et des symptômes locaux (distension, douleur et chaleur articulaire). Les signes cliniques peuvent aussi être frustes. Ainsi, certains chiens présentent une fièvre isolée ou une simple réticence à se déplacer. En cas de suspicion, des radiographies articulaires et une analyse cytologique du liquide synovial doivent être réalisées afin de confirmer le diagnostic. Le diagnostic différentiel des syndromes ambulatoires douloureux, les signes radio­graphiques compatibles avec une polyarthrite, ainsi que les principes de l’arthrocentèse et de l’analyse du liquide synovial sont présentés dans cet article.

1 Présentation générale

Signes cliniques communs aux polyarthrites à médiation immune

Le tableau clinique d’une polyarthrite à médiation immune est souvent évocateur. L’inspection révèle une démarche raide et précautionneuse, ainsi qu’une boiterie pouvant toucher un ou plusieurs membres avec une intensité variable. L’animal est généralement réticent à se lever et à se déplacer (photo 1).

Des symptômes locaux sont fréquemment associés : la palpation et la mobilisation des articulations mettent en évidence une distension articulaire, une arthralgie et/ou une chaleur (photo 2). Les carpes et les tarses sont plus fréquemment touchés. Les articulations concernées et la sévérité de l’atteinte sont cependant variables. Ces symptômes locaux peuvent s’accompagner d’un syndrome fébrile (dans 18 à 56 % des cas) ou d’autres signes cliniques systémiques selon l’origine de la polyarthrite [9, 12, 14, 15, 21]. Une dorsalgie et/ou une cervicalgie peuvent être présentes et indiquer une affection associée (méningite, polymyosite, etc.) ou être un signe de polyarthrite avec une atteinte des articulations intervertébrales [24].

Néanmoins, la symptomatologie est parfois fruste. Ainsi, dans une étude rétrospective incluant 40 cas de polyarthrite à médiation immune canine, 25 % des chiens présentent seulement une boiterie très légère ou de discrètes difficultés à se déplacer. Dans 10 % des cas, l’unique symptôme prend la forme d’une hyperthermie, d’une anorexie, d’une prostration, d’une intolérance à l’effort ou d’un amaigrissement [12]. Une PMI ne peut donc être exclue en l’absence de boiterie évidente, d’arthralgie ou d’hyperthermie.

De plus, les PMI doivent toujours être intégrées au diagnostic différentiel des fièvres d’origine indéterminée (FOI). Elles représentent de 7,6 à 20 % des cas de FOI, selon les études. En plus de l’hyperthermie, ces chiens ne présentaient aucun signe permettant de suspecter une polyarthrite [3, 7].

Diagnostic différentiel des polyarthrites

Le diagnostic différentiel des polyarthrites comprend l’ensemble des maladies possiblement associées à une polyalgie, à des douleurs ambulatoires et/ou à un syndrome fébrile (tableau). Certaines ostéopathies, myopathies ou affections neurologiques peuvent donc être à l’origine d’un tableau clinique assez similaire. Un examen à la fois orthopédique et neurologique complet est ainsi systématiquement réalisé lors de suspicion de polyarthrite.

Démarche diagnostique

Un bilan biochimique et hématologique est indiqué chez tout chien suspect de polyarthrite. Une analyse biochimique sanguine, un hémogramme et une analyse d’urine (comprenant une uroculture et une recherche de protéinurie) sont ainsi recommandés. Ces examens d’orientation permettent de mettre en évidence et de caractériser une éventuelle atteinte systémique.

Des radiographies articulaires sont ensuite effectuées, qui permettent d’exclure d’autres causes d’arthropathie ou d’ostéopathie localisées à proximité de l’articulation, mais aussi de mettre en évidence des signes compatibles avec une polyarthrite à médiation immune. Enfin, elles permettent de distinguer une polyarthrite érosive d’une polyarthrite non érosive. L’analyse du liquide synovial est indispensable pour confirmer le diagnostic. La recherche exhaustive d’un foyer infectieux, inflammatoire ou néoplasique doit ensuite être entreprise à l’aide de radiographies thoraciques et d’une échographie abdominale. Des radiographies du rachis associées à une analyse de la ponction du liquide céphalo-rachidien sont préconisées lors de cervicalgie ou de dorsalgie associée (s). Selon le contexte épidémiologique et clinique, les maladies infectieuses systémiques qui peuvent s’accompagner de polyarthrites sont à rechercher par les tests appropriés (borréliose, leishmaniose, brucellose, rickettsiose) [14, 15](1).

2 Radiographies articulaires

Des radiographies des articulations symptomatiques sont indiquées. Les lésions observées lors de PMI érosives sont souvent assez caractéristiques.

Signes radiographiques lors de polyarthrites à médiation immune érosives

Les polyarthrites érosives se caractérisent en début d’évolution par un gonflement articulaire isolé. Des signes plus caractéristiques apparaissent ensuite : perte de densité de la trame osseuse, puis lyse de l’os sous-chondral avec formation de kystes (images en “géodes”), lyse de l’os périchondral, rétrécissement de l’espace articulaire, diminution de l’opacité des épiphyses adjacentes à l’articulation, déformations en “champignons” des extrémités des métacarpiens et des métatarsiens, puis déformations articulaires parfois associées à des subluxations ou à des luxations (photos 3a, 3b et 4a, 4b). Les lésions prépondérantes sont localisées aux zones en regard de l’attache synoviale [6, 13, 17].

Ces signes radiographiques mettent parfois plus de 6 mois à apparaître, et il est donc important de réévaluer régulièrement les chiens suspects de polyarthrites non érosives chez lesquels les symptômes persistent [13]. Avec le temps, des manifestations arthrosiques se superposent au tableau radiographique [4, 17]. Une calcification de la capsule articulaire et/ou des tissus mous périphériques, ainsi qu’une ostéoporose d’inactivité peuvent survenir [6].

Les polyarthrites septiques bactériennes et certains cas de polyarthrite leishmanienne sont aussi associés à des lésions érosives [22]. Les radiographies doivent donc être interprétées conjointement au tableau clinique et aux résultats des autres examens complémentaires (analyse du liquide synovial, notamment).

Signes radiographiques lors de polyarthrites à médiation immune non érosives

Lors de polyarthrites non érosives, les images radiographiques montrent essentiellement une distension articulaire (photos 5a et 5b) [17].

3 Analyse du liquide synovial

L’analyse du liquide synovial permet de confirmer une (poly) arthrite, de caractériser la réponse inflammatoire et parfois d’en déterminer l’origine [16].

Technique de l’arthrocentèse

La réalisation d’une arthrocentèse ne requiert pas beaucoup de matériel, et n’est techniquement pas plus compliquée à réaliser qu’une thoracocentèse ou une abdominocentèse [16]. En cas d’impossibilité de pratiquer cet acte, l’animal peut être référé dans un autre centre. Cependant, toute administration préalable d’un antibiotique ou d’un anti-inflammatoire (stéroïdien ou non stéroïdien) est à proscrire. Dans le contexte plus général des FOI, il est démontré que leur emploi prolonge le temps nécessaire à l’établissement du diagnostic, voire l’empêche [3].

MATÉRIEL

Le matériel doit être préparé à l’avance. Il comporte (photo 6) :

– le matériel nécessaire à la réalisation d’une asepsie chirurgicale et une paire de gants stériles ;

– des aiguilles de diamètre (22 ou 25 G) et de longueur adaptés (0,5 inch pour les petites articulations comme le carpe ou le tarse ; 1,5 inch pour le grasset, le coude et l’épaule ; et 2 inches pour la hanche des chiens de grand format) ;

– des seringues de 2 à 3 ml, qui procurent la dépression la plus adéquate pour la ponction du liquide synovial ;

– de quoi recueillir les prélèvements : des tubes EDTA et des lames de verre pour l’analyse cytologique, des tubes secs et un écouvillon pour l’analyse bactériologique [14, 20].

PRÉPARATION

Chez la plupart des chiens, une sédation est suffisante. L’objectif est avant tout de limiter les mouvements de l’animal afin de prévenir le risque de contamination sanguine du prélèvement et d’assurer une asepsie stricte [14, 20]. Des ponctions articulaires sur animal vigile sont néanmoins décrites [12]. L’animal est placé en décubitus latéral. Les articulations sont tondues en regard des zones de ponction, puis une asepsie stricte est réalisée comme pour une intervention chirurgicale [14, 20].

TECHNIQUE

Les articulations les plus “symptomatiques” doivent être prélevées en priorité. Lorsque cela n’est pas le cas (par exemple, lors de l’exploration d’une FOI sans symptômes articulaires francs), la ponction d’au moins deux ou trois articulations, et notamment des carpes et des tarses, est préconisée [16]. La contamination sanguine lors du prélèvement peut entraîner une hémodilution qui en altère l’interprétation, et il est donc important de connaître les repères anatomiques et la technique [16].

L’articulation est placée dans la position adéquate (en flexion ou en extension) pour ouvrir l’espace articulaire, puis les repères anatomiques sont palpés avec des gants stériles, l’espace articulaire étant le plus souvent repéré avec l’index [20]. L’aiguille montée sur la seringue est alors introduite dans l’espace articulaire. Une fois que l’aiguille a franchi la peau, une dépression modérée est exercée sur le piston afin de prélever lentement le liquide synovial et de limiter le risque de contamination sanguin [20]. En cas d’échec à la première tentative, il est préconisé de relâcher le piston, de reculer doucement et/ou de réorienter l’aiguille, puis de réaspirer [14]. Aucune pression ne doit être exercée lors du retrait de l’aiguille [20].

En cas de contamination sanguine, il est conseillé de placer l’échantillon dans un tube EDTA afin de prévenir la coagulation. L’analyse du liquide synovial en est néanmoins altérée [14]. Concernant la réalisation des frottis, la conservation de la morphologie cellulaire est meilleure si les lames sont préparées immédiatement après le prélèvement [1]. Les échantillons destinés à l’analyse bactériologique doivent être placés dans un tube sec et sur un écouvillon pour une mise en culture aéro-anaérobie.

Les tarses, les carpes, les grassets et les coudes sont les plus touchés lors de PMI, et les techniques d’arthrocentèse sont détaillées pour ces articulations (encadrés 1 à 4). Pour chacune d’entre elles, deux ou trois repères anatomiques définissent l’espace articulaire et la zone de ponction la plus optimale. L’aiguille est introduite au milieu du triangle ou du segment défini par ces repères. Lorsque la distension articulaire est franche, il est possible de s’affranchir de ces derniers et de ponctionner au niveau de la zone de distension maximale, en prenant soin d’éviter les vaisseaux sanguins superficiels.

Après un examen macroscopique, le liquide synovial peut faire l’objet d’une série d’examens cytologiques, physico-chimiques et bactériologiques. Néanmoins, il convient de hiérarchiser les analyses à entreprendre, le faible volume d’échantillon recueilli ne permettant pas toujours de réaliser l’ensemble de ces tests [16].

Analyse macroscopique du liquide synovial

La première étape est une analyse macroscopique, qui consiste à évaluer la couleur, la turbidité, la viscosité et le volume des échantillons recueillis [1]. Le liquide synovial normal est clair, incolore, visqueux, sans débris flottants et ne coagule pas [1, 16]. Les articulations d’un chien sain en contiennent entre 0,1 et 1 ml. Sa viscosité est fonction de la quantité d’acide hyaluronique et de sa qualité [1]. Elle peut être déterminée par un viscosimètre, mais elle est le plus souvent évaluée subjectivement en estimant le degré de séparation d’une goutte de liquide synovial entre deux doigts (photo 7) [1]. Normalement, cette goutte forme un ruban de connexion d’au moins 2,5 cm avant de se rompre [12, 14, 16].

La sensibilité de ce test est néanmoins assez faible. Dans une étude portant sur 40 cas de polyarthrite canine, la moitié seulement des échantillons présentent une diminution macroscopique de la viscosité [12].

Numération et formule des cellules nucléées

COMPTAGE AUTOMATIQUE OU MANUEL

Le comptage des cellules nucléées peut être réalisé manuellement en utilisant un kit Leuko-TIC Bioanalytic GmbH® (permettant la dilution et la lyse des hématies) et une cellule de Malassez ou un autre hématocytomètre, ou encore à l’aide d’un automate d’hématologie [1, 16]. Quelle que soit la méthode choisie, la numération cellulaire est peu reproductible et modérément fiable à la fois en raison du caractère thixotropique du liquide et du faible volume des spécimens [1, 16]. Le liquide synovial normal contient au maximum 3 000 cellules nucléées/µl, avec le plus souvent moins de 500 cellules nucléées/µl [1, 16].

Lors de PMI, une augmentation de la numération totale des cellules nucléées (NTCN) (souvent supérieure à 5 000 cellules nucléées/µl) est observée, avec une réponse inflammatoire neutrophilique ou, moins fréquemment, mixte [16].

ESTIMATION DE LA NUMÉRATION TOTALE DES CELLULES NUCLÉÉES PAR LECTURE D’UN FROTTIS DE LIQUIDE SYNOVIAL

Tous les laboratoires ne proposent pas de comptage manuel ou automatique. De plus, le volume des spécimens prélevés (qui dépend du gabarit de l’animal, du nombre et de la nature des articulations ponctionnées et de la sévérité de l’épanchement synovial) peut être trop faible pour réaliser ce type de comptage [8]. L’analyse cytologique du liquide synovial est alors restreinte à la lecture d’un simple frottis permettant d’évaluer grossièrement la cellularité et les proportions des différentes populations. Cette méthode présente l’avantage d’être rapide et de ne nécessiter qu’un faible volume d’échantillon [10]. Lorsque le liquide synovial est normal, une à trois cellules par champ x 400 sont visualisées, avec moins de 10 % de neutrophiles [16]. La NTCN peut être estimée en multipliant par 1 000 le nombre de cellules nucléées par champ x 400 (résultats en cellules/µl) [16]. La fiabilité de l’estimation de la numération cellulaire par frottis est cependant assez variable selon les études [8, 10].

Analyse cytologique

Le liquide synovial normal contient une à trois cellules par champ x 400 avec plus de 90 % de cellules mononucléées (macrophages en majorité associés à quelques lymphocytes). Quelques synoviocytes peuvent être visualisés. Les hématies sont rares [1]. L’analyse cytologique du liquide synovial présente néanmoins certaines limites : la viscosité augmente l’épaisseur du film, et entraîne ainsi une réduction de l’étalement des cellules et un séchage plus lent à l’origine d’artefacts.

Lors de PMI, l’augmentation de la NTCN est associée à une réponse inflammatoire neutrophilique ou moins fréquemment mixte (photo 8) [16]. Le pourcentage de neutrophiles peut alors être de 10 à 95 % [16]. La prescription de corticoïdes lors de polyarthrite à médiation immune entraîne une diminution de la NTCN et une augmentation du rapport cellules mononucléées/neutrophiles, d’où l’importance de ne pas administrer ce type de traitement avant d’avoir établi le diagnostic [11].

Dans de rares cas, l’observation de cellules spécifiques permet d’orienter le diagnostic. Il s’agit, par exemple, des cellules lupus erythematosus (cellules LE) ou de ragocytes (photos 9 et 10). Les cellules LE sont des neutrophiles qui ont phagocyté des noyaux nus. Le noyau du neutrophile est repoussé en périphérie par un matériel cytoplasmique rond, homogène, rouge à pourpre et dense [1].

Les ragocytes correspondent à des neutrophiles contenant de petites granulations rondes, pourpres, de taille variable. Cette hétérogénéité de taille permet de les distinguer d’éventuelles bactéries (coques). La présence de cellules LE ou de ragocytes est évocatrice d’une polyarthrite associée à un lupus érythémateux ou d’une polyarthrite chronique érosive canine, mais ces cellules peuvent être retrouvées lors de PMI isolée [16].

L’évaluation de la NTCN et l’analyse cytologique du liquide synovial sont indispensables au diagnostic d’arthrite. Néanmoins, elles ne permettent pas toujours de distinguer une atteinte infectieuse d’une atteinte non infectieuse car :

– l’analyse cytologique ne permet pas de visualiser des bactéries dans tous les cas. En effet, elles sont observées dans la moitié des cas d’arthrite septique seulement (photo 11) ;

– la morphologie des neutrophiles ne permet pas de différencier les différentes arthrites ;

– des NTCN très élevées (15 000 à 267 000 cellules/mm3) sont généralement observées lors d’arthrite septique. Cependant, une augmentation marquée de la NTCN est possible en cas de PMI. De plus, la NTCN peut diminuer lors de processus infectieux chronique. Il existe ainsi des zones de recouvrement [16].

Une analyse bactériologique du liquide synovial est donc recommandée afin d’exclure un processus infectieux qui contre-indiquerait l’instauration du traitement immunodépresseur généralement indiqué lors de PMI. De la même manière, les maladies infectieuses systémiques pouvant s’accompagner de polyarthrites doivent être recherchées en fonction du contexte à la fois épidémiologique et clinique (borréliose, leishmaniose, rickettsioses et brucellose) car l’analyse cytologique du liquide synovial ne permet de mettre en évidence l’agent infectieux que dans de rares cas (photo 12) [14, 15].

Analyse bactériologique

Les prélèvements sont recueillis dans un tube sec et sur un écouvillon afin de réaliser des cultures aérobie et anaérobie (les échantillons ne doivent jamais être placés sur EDTA car cet anticoagulant inhibe la croissance bactérienne). Les faux négatifs sont fréquents (50 à 70 %) lors d’arthrite septique [16]. L’incubation du liquide synovial dans une bouteille d’hémoculture pédiatrique pendant 24 heures (avec un ratio échantillon/milieu de culture de 1 : 9) réduit le nombre de faux négatifs d’environ 50 % [18]. La détection par PCR (polymerase chain reaction) de l’ARN 16S au sein du liquide synovial est peu spécifique et ne présente pas d’intérêt pour le diagnostic d’une arthrite septique.

L’analyse du liquide synovial est ainsi une étape clé de la démarche diagnostique d’une polyarthrite (encadré 5). L’anamnèse, les commémoratifs et les signes cliniques doivent cependant être interprétés conjointement. D’autres examens complémentaires sont nécessaires pour établir l’origine de la PMI(1).

Conclusion

L’association d’un syndrome fébrile, de boiteries, d’arthralgie et de distensions articulaires est très évocatrice d’une polyarthrite. Cependant, dans certains cas, les symptômes sont plus frustes ou difficiles à distinguer d’une atteinte orthopédique, voire neurologique. Lors de suspicion, l’examen clinique doit s’attacher à l’inspection de la démarche et à la recherche de symptômes locaux. Toute autre anomalie de l’examen clinique doit être prise en considération afin d’orienter le diagnostic étiologique. La réalisation de radiographies articulaires constitue la première étape de la démarche : elles permettent de mettre en évidence des signes compatibles avec une PMI, mais aussi de distinguer les formes érosives des formes non érosives. Une arthrocentèse des articulations les plus symptomatiques est préconisée dans un second temps : l’analyse du liquide synovial permet de confirmer le diagnostic de polyarthrite et parfois d’en déterminer la cause. L’anamnèse, les commémoratifs et les signes cliniques doivent toujours être interprétés conjointement. D’autres examens sont souvent nécessaires au diagnostic étiologique et font l’objet d’un autre article de ce dossier(1).

  • (1) Voir l’article “Démarche étiologique lors de polyarthrites à médiation immune” de M. Ménard et G. Benchekroun, dans ce numéro.

Références

  • 1. Baker R, Lumsden JH. Color atlas of cytology of the dog and the cat. 1st ed. Mosby, St. Louis. 2000:288p.
  • 2. Bandhal J, Hayashi K, Kim SY et coll. Detection of bacterial DNA by PCR in dogs with stifle pathology. Vet. Surg. 2013;42:814-818.
  • 3. Battersby IA, Murphy KF, Tasker S et coll. Retrospective study of fever in dogs: laboratory testing, diagnoses and influence of prior treatment. J. Small Anim. Pract. 2006;47:370-376.
  • 4. Bennett. Immune-based erosive inflammatory joint disease of the dog: rheumatoid arthritis. J. Small Anim. Pract. 1987;38:779-797.
  • 5. Chabanne L. Diagnostic différentiel : reconnaître les polyalgies chez le chien et le chat. Nouv. Prat. Vét 2001;6:23-29.
  • 6. Chabanne L. Immunologie clinique du chien et du chat. 1re ed. Elsevier-Masson, Issy-les-Moulineaux. 2006:374p.
  • 7. Dunn KJ, Dunn JK. Diagnostic investigation in 101 dogs with pyrexia of unknow origin. J. Small Anim. Pract. 1998;39:574-580.
  • 8. Dusick A, Young KM, Muir P. Relationship between automated total nucleated cell count and enumeration of cells on direct smears of canine synovial fluid. Vet. J. 2014;202:550-554.
  • 9. Ettinger SJ, Feldman EC. Textbook of veterinary internal medicine. 7th ed. Saunders, St. Louis. 2005;2208p.
  • 10. Gibson NR, Carmichael S, Li A et coll. Value of direct smears of synovial fluid in the diagnosis of canine joint disease. Vet. Rec. 1999;144:463-465.
  • 11. Hopper PE. Immune-mediated joint diseases. In: Slatter D eds. Textbook of small animal surgery. 2nd ed. Saunders, Philadelphia. 1993:1928-1937.
  • 12. Jacques D, Cauzinille L, Bouvy B et coll. A retrospective study of 40 dogs with polyarthritis. Vet. Surg. 2002;31:428-434.
  • 13. Johnson KC, Mackin A. Canine immune-mediated polyarthritis. Part 1: pathophysiology. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 2012;48:12-17.
  • 14. Johnson KC, Mackin A. Canine immune-mediated polyarthritis. Part 2: diagnosis and treatment. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 2012;48:71-82.
  • 15. Kohn B. Canine immune-mediated polyarthritis. Eur. J. Comp. Anim. Pract. 2007:119-124.
  • 16. Macwilliams PS, Friedrichs KR. Laboratory evaluation and interpretation of synovial fluid. Vet. Clin. Small Anim. 2003;33:153-178.
  • 17. Maï W. Guide pratique de radiographie canine et féline. 1re ed. Med’com, Paris. 2005:350p.
  • 18. Montgomery RD, Long IR, Milton JL et coll. Comparison of aerobic culturette, synovial membrane biopsy and blood culture medium in detection of canine bacterial arthritis. Vet. Surg. 1989;18:300-303.
  • 19. Newton CD, Nunamaker DM. Textbook of small animal orthopaedics. 1st ed. JB Lippincott Company, Philadelphia. 1985:1140p.
  • 20. Ragetly G. Ponctions articulaires chez le chien et le chat. Pratique Vet. 2013;48:106-108.
  • 21. Rondeau MP, Walton RM, Bissett S et coll. Suppurative, nonseptic polyarthropathy in dogs. J. Vet. Intern. Med. 2005;19:654-662.
  • 22. Sbrana S, Marchetti V, Mancianti F et coll. Retrospective study of 14 cases of canine arthritis secondary to Leishmania infection. J. Small Anim. Pract. 2014;55:309-313.
  • 23. Valin I. Conduite à tenir lors de polyalgies et de douleurs ambulatoires chez le chien et le chat. Nouv. Prat. Vét. 2001;6:11-18.
  • 24. Webb AA, Taylor SM, Muir GD. Steroid-responsive meningitis-arteritis in dogs with non infectious, nonerosive, idiopathic, immune-mediated polyarthritis. J. Vet. Intern. Med. 2002;16:269-273. Maud Ménard, Ghita Benchekroun

REMERCIEMENTS

Sincères remerciements à Cathy Trumel, Mathieu Manassero, Pascaline Pey et Harriet Hahn.

Conflit d’intérêts

Aucun.

ENCADRÉ 1
Technique de l’arthrocentèse du carpe

Repères

→ Processus styloïde radial.

→ Processus styloïde ulnaire.

→ Os radial du carpe.

Technique

→ L’articulation radio-carpienne est palpée dans sa région dorsale avec le doigt lors de mouvement de flexion et d’extension articulaire.

→ Le carpe est ensuite maintenu en flexion, puis l’aiguille est introduite perpendiculairement à la peau, dans le plan médian pour éviter de toucher la veine céphalique dont le trajet doit être repéré au préalable.

→ La ponction peut également être réalisée dorso-médialement.

ENCADRÉ 2
Technique de l’arthrocentèse du tarse

Repères

→ Malléole latérale du tibia.

→ Malléole médiale du tibia.

→ Calcaneus.

Technique

→ Le tarse est maintenu en flexion pour permettre une distension articulaire caudale.

→ L’aiguille est introduite latéralement, en paramédian du calcanéum et du tendon d’Achille, caudalement à la malléole tibiale, latéralement et cranialement au talus et au calcanéum. Elle est ensuite dirigée sous la malléole parallèlement aux os du métatarse, dans une direction dorso-médiale et distale.

ENCADRÉ 3
Technique de l’arthrocentèse du grasset

Repères

→ Condyle latéral.

→ Rotule.

→ Crête tibiale.

Technique n° 1

→ Le grasset est maintenu en position physiologique (135°) afin de mettre sous tension la capsule articulaire.

→ L’aiguille est insérée au-dessus de crête tibiale, latéralement au ligament patellaire mais dirigée médialement (à 35°) et en direction légèrement proximale.

→ De manière alternative, le grasset peut être ponctionné latéralement.

Technique n° 2

→ L’aiguille est insérée en paramédian et dirigée dans le plan médian caudalement au ligament patellaire jusqu’à l’espace rétro-rotulien.

→ Cette seconde technique permet d’éviter les ponctions dans le coussinet adipeux rétropatellaire.

ENCADRÉ 4
Technique de l’arthrocentèse du coude

Repères

→ Olécrane.

→ Partie médiale (latérale) du condyle huméral.

Technique

→ Le coude est maintenu en hyperflexion pour permettre une distension articulaire caudale.

→ L’aiguille est insérée médialement le long de l’olécrane en direction craniale pour passer le long du condyle huméral.

→ L’aiguille entre dans l’espace articulaire entre le processus anconé et la partie médiale du condyle huméral (vers la fosse olécranienne).

ENCADRÉ 5
Caractéristiques du liquide synovial chez un chien sain

Analyse macroscopique

→ Clair.

→ Incolore.

→ Visqueux.

→ Sans débris flottants.

→ Ne coagule pas.

→ 0,1 à 1 ml par articulation.

Analyse cytologique

→ 3 000 cellules nucléées/µl.

→ 1 à 3 cellules nucléées par champ x 400 à la lecture du frottis.

→ inférieur à 10 % de neutrophiles.

Analyse bactériologique

Négative.

D’après [1, 16].

1. Un des premiers symptômes évoquant une PMI est la posture anormale. Noter le dos voussé et le port de tête “bas”.

10. Analyse cytologique du liquide synovial : ragocytes (flèches). Grossissement x 1 000, coloration May-Grünwald-Giemsa. Noter les granulations cytoplasmiques rondes, pourpres et de taille variable au sein du granulocyte neutrophile.

11. Analyse cytologique du liquide synovial. Illustration d’une polyarthrite infectieuse bactérienne. Grossissement x 1 000, coloration May-Grünwald-Giemsa. Noter les nombreux granulocytes neutrophiles dégénérés et les neutrophil extracellular traps. Des bactéries sont visibles en position intracytoplasmique (flèche jaune) et extracytoplasmique (flèche rouge).

12. Analyse cytologique du liquide synovial. Illustration d’une polyarthrite leishmanienne. Grossissement x 1 000, coloration May-Grünwald-Giemsa. Noter les formes amastigotes (flèches) de Leishmania spp. au sein du macrophage.

2. Des symptômes locaux sont souvent associés aux boiteries : ici une distension articulaire du tarse (flèche).

3a et 3b. Images radiographiques du carpe. Illustration d’une polyarthrite à médiation immune érosive. 3a. Incidence dorso-palmaire. 3b. Incidence médio-latérale. Noter la tuméfaction tissulaire cranio-palmaire modérée, les lésions lytiques et les ostéo­proliférations fortement minéralisées s’étendant de la partie distale du radius jusqu’en partie proximale des métacarpiens. Les interlignes articulaires des os du carpe ont disparu et une subluxation radio-carpienne est mise en évidence.

3a et 3b. Images radiographiques du carpe. Illustration d’une polyarthrite à médiation immune érosive. 3a. Incidence dorso-palmaire. 3b. Incidence médio-latérale. Noter la tuméfaction tissulaire cranio-palmaire modérée, les lésions lytiques et les ostéo­proliférations fortement minéralisées s’étendant de la partie distale du radius jusqu’en partie proximale des métacarpiens. Les interlignes articulaires des os du carpe ont disparu et une subluxation radio-carpienne est mise en évidence.

4a et 4b. Images radiographiques du tarse. Illustration d’une polyarthrite à médiation immune érosive. 4a. Incidence dorso-palmaire. 4b. Incidence médio-latérale.Noter les lésions lytiques. Les interlignes articulaires des os du tarse sont mal définies.

4a et 4b. Images radiographiques du tarse. Illustration d’une polyarthrite à médiation immune érosive. 4a. Incidence dorso-palmaire. 4b. Incidence médio-latérale.Noter les lésions lytiques. Les interlignes articulaires des os du tarse sont mal définies.

5a et 5b. Radiographies du carpe. Illustration d’une polyarthrite à médiation immune non érosive. Noter la distension articulaire et la tuméfaction des tissus mous en regard des carpes. 5a. Incidence dorso-palmaire. 5b. Incidence médio-latérale.

5a et 5b. Radiographies du carpe. Illustration d’une polyarthrite à médiation immune non érosive. Noter la distension articulaire et la tuméfaction des tissus mous en regard des carpes. 5a. Incidence dorso-palmaire. 5b. Incidence médio-latérale.

6. Matériel nécessaire à la réalisation d’une arthrocentèse.

7. Évaluation de la viscosité du liquide synovial par le test du filament (flèche). Une goutte de liquide synovial est placée entre deux doigts : lorsque la viscosité du liquide synovial est normale, la goutte forme un ruban de connexion d’au moins 2,5 cm avant de se rompre.

8. Analyse cytologique du liquide synovial. Illustration d’une polyarthrite à médiation immune. Grossissement x 400, coloration May-Grünwald-Giemsa. La numération totale des cellules nucléées est anormalement élevée (> 3 cellules par champ x 400) avec une majorité de granulocytes neutrophiles.

9. Analyse cytologique du liquide synovial : cellule LE (flèche). Grossissement x 1 000, coloration May-Grünwald-Giemsa.

TABLEAU
Diagnostic différentiel des polyalgies et des syndromes ambulatoires douloureux chez le chien

D’après [5, 9, 23].

Publicité

L'infographie du mois

Boutique

Aussi bien destiné au vétérinaire, qu’à l’étudiant ou au personnel soignant, cet ouvrage vous apportera toutes les bases nécessaires à la consultation des NAC. Richement illustré de plus de 350 photos, doté de compléments internet vous permettant de télécharger des fiches d’examen et des fiches synthétiques par espèces, ce livre est indispensable pour débuter et progresser en médecine et chirurgie des NAC.
Découvrir la boutique du Point Vétérinaire

Newsletters


Ne manquez rien de l'actualité et de la formation vétérinaires.

S’inscrire aux Lettres vétérinaires
S’inscrire à La Lettre de l'ASV

Publicité