Le point Vétérinaire n° 342 du 01/01/2014
 

ANTIBIORÉSISTANCE

Article original

Nicolas Keck*, Jean-Yves Madec**, Antoine Dunié-Mérigot***, Marisa Haenni****


*Laboratoire départemental vétérinaire de l’Hérault
306, rue Croix-de-las-Cazes, CS 69013
34967 Montpellier Cedex 02
**Anses
Unité antibiorésistance et virulence bactériennes
31, avenue Tony-Garnier
69364 Lyon Cedex 07
***Clinique vétérinaire Languedocia
395, rue Maurice-Béjart
34080 Montpellier
****Anses
Unité antibiorésistance et virulence bactériennes
31, avenue Tony-Garnier
69364 Lyon Cedex 07

Des cas d’infections nosocomiales dues à un clone particulier de staphylocoque mettent en évidence le rôle potentiel des pratiques vétérinaires dans sa dissémination.

Résumé

→ Des cas répétés d’infections postopératoires dues à un clone particulier de Staphylococcus pseudintermedius résistant à la méticilline (SPRM) sont survenus dans une clinique vétérinaire entre 2007 et 2009. Cliniquement, il semble possible de distinguer des cas avec évolution rapide de l’infection (inférieure à 3 semaines) ou plus lente et difficile à détecter. Malgré les traitements antibiotiques, les délais de guérison ont été longs. De façon générale, les conséquences des infections dues aux staphylocoques à coagulase positive en médecine vétérinaire des carnivores domestiques ont évolué de façon défavorable depuis l’émergence de souches résistantes à la méticilline, en même temps qu’à de nombreux autres antibiotiques. De plus, leur capacité à persister dans l’environnement des habitations et des cliniques vétérinaires et à se transmettre entre animaux, qu’ils soient porteurs asymptomatiques ou malades, pose des difficultés de maîtrise des infections.

Summary

Nosocomial infections by multiresistant staphylococci in a veterinary clinic

→ Repeated cases of postoperative infections due to a particular clone of Staphylococcus aureus pseudintermedius resistant to methicillin (MRSP) occurred in a veterinary clinic between 2007 and 2009, following surgery. Clinically, it appeared possible to distinguish rapidly evolving infection (less than 3 weeks) and an infection that developed more slowly with changes that were difficult to detect. Despite antibiotic treatment, recovery times were long. In general, the consequences of infections due to coagulase-positive staphylococci in veterinary medicine of dogs and cats has evolved unfavourably since the emergence of methicillin-resistant strains at the same time as many other antibiotics. Moreover, their ability to persist in the house and veterinary clinic environments and to be transmitted between animals, whether asymptomatic or sick, raises issues of infection control.

Key words

Staphylococcus pseudintermedius, antibiotic resistance, epidemiology, pathogenesis, nosocomial infections, prevention

Les staphylocoques sont des agents pathogènes opportunistes, causant des infections aux conséquences variées selon les espèces bactériennes et animales considérées. Depuis sa récente description en 2005, Staphylococcus pseudintermedius (SP) (précédemment nommé S. intermedius) est considéré comme l’espèce colonisant le plus fréquemment les chiens et les chats [5]. L’émergence récente de souches résistantes à la méticilline, ainsi qu’à de nombreux antibiotiques disponibles en médecine vétérinaire, représente un danger pour la santé animale dans plusieurs pays [2]. Cet article expose les résultats d’une enquête d’investigation de cas d’infections nosocomiales dans une clinique vétérinaire et les principales connaissances sur la pathogénie et l’épidémiologie des infections à S. pseudintermedius chez le chien.

CAS D’INFECTIONS NOSOCOMIALES DUES À DES SPRM

1. Cas d’infections postopératoires

Des cas répétés d’infections post­opératoires dues à des Staphylococcus pseudintermedius résistants à la méticilline (SPRM) sont survenus dans une clinique vétérinaire de l’Hérault entre 2007 et 2009. Les investigations pratiquées sur les souches bactériennes isolées pendant cette période ont montré que plusieurs d’entre elles appartenaient à un clone rarement décrit en Europe (multilocus sequence typing [MLST] ST71-spa t06-SCCmec II-III). En effet, en France, la majorité des SPRM isolés de chiens appartiennent au clone typiquement européen ST71-spa t02-SCCmec II-III (encadré).

L’allure épidémique des isolements et la proximité génétique des souches isolées nous ont conduits à suspecter des cas récurrents d’infections nosocomiales. En effet, l’incidence des infections postopératoires dues à ce clone a progressivement augmenté entre 2007 et 2009, représentant 4 %, 10 %, puis 13 % des isolements annuels de SP et une proportion importante des SPRM isolés de carnivores suivis par la clinique (figure 1). De plus, cette souche a été isolée pour au moins la moitié des cas d’infections postopératoires dues à des SPRM en 2009.

Les infections nosocomiales ont été considérées comme probables lorsque les symptômes survenaient entre 2 et 30 jours après l’opération et possibles lorsqu’ils apparaissaient dans les 12 mois (figure 2). La plupart des cas ont fait suite à des chirurgies orthopédiques, même si d’autres sites opératoires ont également été concernés. Cliniquement, il semble possible de distinguer deux tendances de ces cas :

– une évolution rapide de l’infection (inférieure à 3 semaines) sur le site opératoire avec une altération fréquente de l’état général de l’animal ;

– une évolution lente, plus difficile à déceler cliniquement, correspondant à une infection à bas bruit autour du site opératoire, particulièrement à la suite d’opérations du genou (ostéotomie tibiale).

Malgré les traitements antibiotiques, les délais de guérison ont été longs, impliquant parfois plusieurs familles d’antibiotiques.

L’étude rétrospective des souches de SPRM isolées d’animaux suivis par la clinique avant 2007 n’a pas permis de mettre en évidence de souches au profil d’antibiorésistance comparable à la souche clonale incriminée. Une introduction de l’agent pathogène au cours du second semestre 2007 peut ainsi être suspectée, avec un délai assez long (plus de 6 mois) entre l’apparition des premiers cas d’infection par cette souche et l’amplification des infections, peut-être en raison de la modification de certaines pratiques au sein de la clinique.

2. Analyses bactériologiques

Les analyses bactériologiques ont été pratiquées durant les examens cliniques postopératoires, après l’observation de symptômes évocateurs d’une infection. Un seul des chiens concernés, portant la souche n° 23341, présentait des symptômes d’infection avant l’opération.

L’antibiogramme a révélé pour toutes les souches une résistance à la plupart des antibiotiques utilisables en médecine vétérinaire, excepté la tétracycline et les phénicolés pour certaines souches. Le test à la céfoxitine, classiquement recommandé pour détecter la résistance à la méticilline chez les staphylocoques, n’a caractérisé que 52 % des souches de SPRM isolées en 2009. En dehors des céphalosporines et des fluoroquinolones, les études complémentaires n’ont permis de détecter aucune résistance aux antibiotiques critiques en médecine humaine (pristinamycine, vancomycine ou teicoplanine).

La variabilité (80 à 90 % d’homologie) du profil PFGE (électrophorèse en champ pulsé) des souches clonales type spa t06 suggère des évolutions locales de la souche selon les cas cliniques, excepté pour la souche n° 23341 qui présentait un profil très différent des autres. Cette souche avait cependant été isolée chez un chien ayant déjà subi une opération et présentant une ostéomyélite. Cet éloignement clonal suggère une origine différente de la contamination pour ce cas.

L’évaluation de la contamination bactériologique des locaux effectuée en janvier 2009 (contrôles de surfaces et d’aérobiocontamination) a révélé un niveau acceptable de contamination. Surtout, elle n’a pas permis de mettre en évidence de SPRM. Cela illustre la difficulté à identifier les sources environnementales de la contamination en cas d’infections nosocomiales.

3. Évolution0

Les études complémentaires pratiquées sur des souches de SPRM isolées au sein de la clinique après 2010 n’ont pas permis d’identifier de nouveaux cas liés à cette souche de type ST71-spa t06. Cette évolution favorable est probablement liée à l’amélioration des procédures d’hygiène, de nettoyage et de désinfection des locaux. Elle peut également être attribuable au changement des pratiques dans cette structure au cours de l’année 2010, concernant notamment l’utilisation raisonnée des antibiotiques et les techniques opératoires.

L’incidence des cas d’infections nosocomiales reste néanmoins à surveiller, particulièrement pour les souches au profil de résistance aux antibiotiques proche de celui de la souche clonale déjà détectée.

4. Enquête de portage

Parallèlement à cette étude, et afin d’estimer le portage des staphylocoques par les carnivores, une enquête a été menée sur une population de 210 chiens et chats suivis par quatre cliniques vétérinaires de Montpellier (de mars à mai 2010). Chaque animal a fait l’objet de prélèvements nasal et auriculaire, de façon à rechercher les staphylocoques. Les résultats ont confirmé la faible proportion de carnivores hébergeant des S. aureus (1 %), mais une proportion élevée de S. pseudintermedius (28 %), dont 10 % (6 sur 62) étaient résistants à la méticilline. De plus, 25 % (27 sur 91) des staphylocoques à coagulase négative étaient résistants à la méticilline. Une des souches de SPRM présentait un profil d’antibiorésistance similaire à celui de la souche responsable des infections nosocomiales de la clinique, mais le type spa t06 n’a pas été confirmé.

Ces investigations illustrent la capacité de dispersion des SP au sein de la population canine et leur impact potentiel sur des infections nosocomiales parfois difficiles à détecter. En effet, dans cet épisode particulier, les différents cas ont pu être reliés les uns aux autres par le caractère atypique du clone impliqué. Plus généralement, l’impact des SP en médecine vétérinaire des carnivores domestiques est lié à leur pouvoir pathogène, mais aussi à certains aspects de leur antibiorésistance et de l’épidémiologie de ces infections.

LES STAPHYLOCOQUES CHEZ LE CHIEN

1. Pathogénie

S. pseudintermedius colonise fréquemment la peau et les muqueuses des animaux sains. Les infections les plus courantes sont cutanées, mais cette bactérie peut également être isolée d’otites, d’infections urinaires, respiratoires ou d’autres appareils, et d’infections nosocomiales [18, 22]. La prévalence des S. pseudintermedius a pu être sous-estimée par le passé, dans la mesure où l’identification bactérienne par des méthodes classiques n’est pas aisée. En effet, seules des techniques plus complexes (polymerase chain reaction [PCR], MALDI-TOF) permettent de différencier cette espèce, mais elles ne sont pas toujours disponibles en routine dans les laboratoires de diagnostic.

S. pseudintermedius possède des facteurs de virulence proches de ceux de S. aureus, impliqués dans la colonisation de l’hôte, la survie ou la dissémination de la bactérie. Il produit une toxine exfoliative, intervenant dans la pathogénie des pyodermites, mais également une leucotoxine similaire à la toxine de Panton-Valentine de S. aureus [17]. Il présente, de plus, la capacité de former des biofilms, ce qui pourrait expliquer son émergence rapide au sein des cliniques vétérinaires et le succès de certains clones par rapport à d’autres [10, 15]. Le potentiel zoonotique de S. pseudintermedius est très inférieur à celui de S. aureus. Même si certaines études indiquent une transmission possible du chien vers l’homme, la colonisation humaine est rare et vraisemblablement de courte durée, y compris pour des individus en contact régulier avec des animaux [20]. Chez l’homme, des infections de plaies de morsures, mais aussi des cas de septicémie, d’otite, de pneumonie ou d’infections cutanées sont majoritairement rapportés, sans que leur caractère zoonotique ait été systématiquement prouvé [2].

2. Antibiorésistance

Jusqu’au début des années 2000, les souches de S. pseudintermedius isolées chez des carnivores domestiques étaient généralement multisensibles [11]. Mais l’émergence des S. pseudintermedius résistantsà la méticilline a considérablement changé la donne à partir de 2006. Plus inquiétant, les SPRM sont fréquemment résistants à d’autres classes d’antibiotiques, à tel point que des souches résistantes à tous les antibiotiques utilisables en médecine vétérinaire ont été isolées dans plusieurs pays (tableau) [8, 12, 22]. Par conséquent, ces impasses thérapeutiques incitent les praticiens à utiliser des molécules non autorisées en médecine vétérinaire.

Les SPRM sont considérés comme résistants à toutes les β-lactamines et céphalosporines. La résistance à la méticilline est évaluée en laboratoire à l’aide d’un antibiogramme par diffusion en milieu gélosé, utilisant le plus souvent des disques d’oxacilline ou de céfoxitine (photo). L’interprétation des résultats d’antibiogrammes n’est pas toujours aisée pour caractériser un SPRM, notamment car la céfoxitine est un mauvais marqueur de résistance pour cette espèce [4]. Il est donc recommandé de confier ce travail à des laboratoires vétérinaires compétents dans la caractérisation de ces souches.

3. Épidémiologie

Réservoir et transmission

Les animaux peuvent être contaminés ou colonisés par les SPRM. La colonisation (ou le portage sain) correspond à la croissance et à la multiplication des SPRM dans un ou plusieurs sites anatomiques sans observation de signes cliniques ou de réponse immunitaire. La contamination du pelage, du nez ou de la peau peut également survenir, mais pour une courte durée, sans isolements répétés dans le temps.

La colonisation par des SPRM a été décrite chez le chien, le chat, le cheval, les oiseaux et l’homme, avec une prévalence plus élevée chez les chiens [13, 14, 22]. Les sites de colonisation les plus fréquemment rapportés sont le nez et la région anale [18]. Plusieurs études ont permis d’évaluer le portage des chiens à des taux de prévalence de 0 à 4,5 % dans des populations de chiens sains. Ces taux sont plus élevés dans des populations atteintes d’affection cutanée, le risque de colonisation étant considéré comme plus élevé pour des animaux porteurs de lésions [18, 24]. Une étude récente a démontré que des chiens pouvaient héberger des SPRM pendant plus de 1 an (durée médiane de 11 mois) après le début des symptômes d’infections dues à des SPRM et traitées aux antibiotiques [24].

La transmission entre animaux est fréquente, particulièrement lorsque le cas index présente des signes cliniques de l’infection. Les animaux infectés contaminent l’environnement de la maison (poussières contaminées) qui peut devenir une source de recontamination [20].

À la différence des SPRM, la prévalence des infections à Staphylococcus aureus résistants à la méticilline (SARM) chez les carnivores domestiques est plus faible en France (moins de 2 %) et la distribution des clones identifiés chez les carnivores domestiques se révèle très proche de celle des clones hospitaliers et communautaires humains [6]. Cependant, la prévalence de plus en plus élevée de SPRM peut faire craindre des recombinaisons génétiques avec S. aureus et l’apparition de nouveaux clones de SARM ou de SPRM plus résistants, plus virulents, ou mieux adaptés à l’hôte.

Rôle des traitements et des pratiques vétérinaires

Les infections à SPRM seraient significativement associées à un traitement antibiotique systémique dans les 30 jours précédant le cas [21]. De plus, le traitement d’une pyodermite à SP entraîne fréquemment une colonisation par les SPRM. Ainsi, 28,3 % d’isolements cutanés de SPRM ont été observés après traitement d’une pyodermite canine due à des souches sensibles à la méticilline [3]. Certaines études ont prouvé que des souches de SPRM isolées des animaux, du personnel et de l’environnement d’une clinique vétérinaire possédaient un lien épidémiologique (profils PFGE proches), suggérant un rôle de l’environnement et des pratiques vétérinaires dans la dissémination des SPRM [18, 19]. Un lien entre une hospitalisation ou une antibiothérapie récente (durant les 6 derniers mois avant le prélèvement) et une infection par les SPRM a également été observé [9]. Aux Pays-Bas, des prélèvements dans les locaux de treize cliniques vétérinaires (comptoir, salle d’attente, salle d’opération, laboratoire, etc.) ont mis en évidence des taux de contamination variables pour sept d’entre elles (entre 7 et 71 % des sites prélevés) [20].

La contamination du personnel des cliniques vétérinaires est variable selon les études, mais plutôt rare (moins de 10 %) [18]. Dans une faculté vétérinaire canadienne, une fréquence d’isolements de 14 % de SPRM a été observée sur les vêtements (blouses et tuniques pour chirurgie), principalement au niveau des poignets et des poches, et de 1,6 % sur les téléphones portables [7, 16].

Conclusion

Au travers d’un cas concret, cet article illustre la dissémination d’un clone atypique de MRSP et soulève des questions plus générales sur l’épidémiologie de la résistance de ces souches et leur potentiel de dissémination. Les vétérinaires disposent de moyens de lutte et de prévention permettant d’empêcher ou de restreindre l’émergence de telles souches multirésistantes, notamment des mesures d’hygiène [1]. Ces dispositifs seront développés dans un article ultérieur (Recommandations pour la maîtrise des infections par les SPRM en médecine vétérinaire).

Références

  • 1. Anonyme. Recommandations pour l’hygiène et le contrôle des infections dans les établissements de soins vétérinaires. Fecava working group on hygiene and the use of antimicrobials in veterinary practice. 2010: http://www.afvac.com/img/upload/0/0/3/1756_fecava_F%20311.pdf
  • 2. Anonyme. Reflection paper on methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius. European Medicines Agency, Committee for Medicinal Products for Veterinary Use. 2010:25 p.
  • 3. Beck KM, Waisglass SE, Dick HL et coll. Prevalence of methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius (MRSP) from skin and carriage sites of dogs after treatment of their methicillin-resistant or methicillin-sensitive staphylococcal pyoderma. Vet Dermatol. 2012;23(4):369-375.
  • 4. Bemis DA, Jones RD, Frank LA et coll. Evaluation of susceptibility test breakpoints used to predict mecA-mediated resistance in Staphylococcus pseudintermedius isolated from dogs. J. Vet. Diagn. Invest. 2009;21(1):53-58.
  • 5. Devriese LA, Vancanneyt M, Baele et coll. Staphylococcus pseudintermediussp. nov. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005;55:1569-1573.
  • 6. Haenni M, Médaille C, Laurent F et coll. Des staphylocoques dorés résistants à la méticilline d’origine humaine chez les animaux de compagnie. Point Vet. 2012;328:8-9.
  • 7. Julian T, Singh A, Rousseau J et coll. Methicillin-resistant staphylococcal contamination of cellular phones of personnel in a veterinary teaching hospital. BMC Res. Notes. 2012;5:193.
  • 8. Loeffler A, Linek M, Moodley A et coll. First report of multiresistant, mecA-positive Staphylococcus intermedius in Europe: 12 cases from a veterinary dermatology referral clinic in Germany. Vet. Dermatol. 2007;18(6):412-421.
  • 9. Nienhoff U, Kadlec K, Chaberny IF et coll. Methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius among dogs admitted to a small animal hospital. Vet. Microbiol. 2011;150(1-2):191-197.
  • 10. Osland AM, Vestby LK, Fanuelsen H. Clonal diversity and biofilm-forming ability of methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius. J. Antimicrob. Chemother. 2012;67(4):841-848.
  • 11. Pellerin JL. Étude des résistances aux antibiotiques chez le chien. Point Vet. 2006;271:50-54.
  • 12. Perreten V, Kadlec K, Schwarz S et coll. Clonal spread of methicilin-resistant Staphylococcus pseudintermedius in Europe and North America: an international multicentre study. J. Antimicrob. Chemother. 2010;65:1145-1154.
  • 13. Ruscher C, Lübke-Becker A, Semmler T et coll. Widespread rapid emergence of a distinct methicillin- and multidrug-resistant Staphylococcus pseudintermedius (MRSP) genetic lineage in Europe. Vet. Microbiol. 2010;144(3-4):340-346.
  • 14. Ruscher C, Lübke-Becker A, Wleklinski CG et coll. Prevalence of methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius isolated from clinical samples of companion animals and equidaes. Vet. Microbiol. 2009;136(1-2):197-201.
  • 15. Singh A, Walker M, Rousseau J et coll. Characterization of the biofilm forming ability of Staphylococcus pseudintermedius from dogs. BMC Vet. Res. 2013;9:93.
  • 16. Singh A, Walker M, Rousseau J et coll. Methicillin-resistant staphylococcal contamination of clothing worn by personnel in a veterinary teaching hospital. Vet. Surg. 2013;9999:1-6.
  • 17. Terauchi R, Sato H, Hasegawa T et coll. Isolation of exfoliative toxin from Staphylococcus intermedius and its local toxicity in dogs. Vet. Microbiol. 2003;94(1):19-29.
  • 18. Van Duijkeren E, Catry B, Greko C et coll. Review on methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius. J. Antimicrob. Chemother. 2011;66:2705–2714.
  • 19. Van Duijkeren E, Houwers DJ, Schoormans A et coll. Transmission of methicillin-resistant Staphylococcus intermedius between humans and animals. Vet. Microbiol. 2008;128(1-2):213-215.
  • 20. Van Duijkeren E, Kamphuis M, van der Mije IC et coll. Transmission of methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius between infected dogs and cats and contact pets, humans and the environment in households and veterinary clinics. Vet. Microbiol. 2011;150(3-4):338-343.
  • 21. Weese JS, Faires MC, Frank LA et coll. Factors associated with methicillin-resistant versus methicillin-susceptible Staphylococcus pseudintermedius infection in dogs. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2012;240(12):1450-1455.
  • 22. Weese JS, Van Duijkeren E. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus and Staphylococcus pseudintermedius in veterinary medicine. Vet. Microbiol. 2010;140:418-429.
  • 23. Wielders CL, Vriens MR, Brisse S et coll. In-vivo transfer of mecA DNA to Staphylococcus aureus. Lancet. 2001;357(9269):1674-1675.
  • 24. Windahl U, Reimegård E, Holst BS et coll. Carriage of methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius in dogs – a longitudinal study. BMC Vet. Res. 2012;8:34.

REMERCIEMENTS

aux cliniques vétérinaires de l’Aiguelongue, du Corum, Languedocia et à Thierry Boulet pour leur participation à l’enquête sur le portage des staphylocoques, à Benoît Caron, Stéphanie Laurence, Céline Fourré et Béatrice Gervais pour les analyses de laboratoire, et à Michaël Treilles pour la relecture.

Conflit d’intérêts

Aucun.

ENCADRÉ
Épidémiologie moléculaire des SPRM

À des fins de recherche ou d’enquêtes épidémiologiques, des techniques de typage moléculaire permettent de caractériser les staphylocoques : électrophorèse en champ pulsé (PFGE), typage spa, multilocus sequence typing (MLST) ou typage de la cassette SCCmec dans le cas des souches résistantes à la méticilline [18]. Alors que la diversité génétique des souches de S. pseudintermedius sensibles à la pénicilline est assez élevée, un nombre limité de clones de Staphylococcus pseudintermedius résistant à la méticilline (SPRM) semble réparti de façon géographiquement distincte dans le monde : un clone majeur MLST ST71-spa t02-SCCmec II-III en Europe et un clone majeur MLST ST68-spa t06-SCCmec V en Amérique du Nord [12]. Le gène mecA, responsable de la résistance aux β-lactamines chez les SPRM, est situé sur un élément mobile du chromosome de la bactérie appelé cassette chromosomique (SCCmec), qui peut être transféré entre différentes espèces de staphylocoques [23].

Points forts

→ S. pseudintermedius (SP) colonise naturellement les chiens, mais est également responsable d’infections, notamment cutanées et postopératoires.

→ Le potentiel zoonotique de SP est très inférieur à celui de S. aureus.

→ Les S. pseudintermedius résistants à la méticilline (SPRM) sont considérés comme résistants à toutes les β-lactamines et céphalosporines, et sont presque systématiquement résistants à d’autres classes d’antibiotiques.

→ Les animaux peuvent être colonisés ou infectés, parfois pour une durée de plus de 1 an.

→ La transmission entre animaux est fréquente alors que la transmission à l’homme reste très rare.

→ L’environnement et les pratiques vétérinaires jouent un rôle dans l’émergence et la dissémination des SPRM.

FIGURE 1
Nombre de souches de SPRM et MLST ST71-SPA t06 isolées d’animaux suivis par la clinique(1)

(1) Animaux suivis par la clinique vétérinaire pendant la période d’étude (du 4e trimestre 2007 au 2e trimestre 2010). SPRM : Staphylococcus pseudintermedius résistant à la méticilline ; MLST : multilocus sequence typing.

Antibiogramme en milieu gélosé d’une souche SPRM de type ST71-spa t06. Les disques autour desquels une zone d’inhibition est observée sont l’acide fusidique, la tétracycline et le florfénicol pour les antibiotiques utilisables en médecine vétérinaire. La pristinamycine, la vancomycine et la teicoplanine ne disposent pas d’une autorisation de mise sur le marché vétérinaire. Le faible diamètre observé autour du disque de céfoxitine correspond à une souche résistante à la méticilline.

FIGURE 2
Description des cas cliniques d’infections nosocomiales et du profil PFGE des souches MLST ST71-spa t06

Le délai d’apparition est calculé entre la date de l’opération et celle de l’isolement bactérien. Un éventuel retard à la détection des symptômes pourrait avoir entraîné une surestimation de ce délai. PFGE : électrophorèse en champ pulsé ; MLST : multilocus sequence typing.

TABLEAU
Fréquence de résistance aux antibiotiques de 103 souches de SPRM isolées en Europe et en Amérique du Nord

Les souches isolées en Amérique du Nord étaient fréquemment sensibles au chloramphénicol, tandis que les souches isolées en Europe étaient souvent résistantes SPRM : Staphylococcus pseudintermedius résistant à la méticilline D’après [12].

Publicité

L'infographie du mois

Boutique

Aussi bien destiné au vétérinaire, qu’à l’étudiant ou au personnel soignant, cet ouvrage vous apportera toutes les bases nécessaires à la consultation des NAC. Richement illustré de plus de 350 photos, doté de compléments internet vous permettant de télécharger des fiches d’examen et des fiches synthétiques par espèces, ce livre est indispensable pour débuter et progresser en médecine et chirurgie des NAC.
Découvrir la boutique du Point Vétérinaire

Newsletters


Ne manquez rien de l'actualité et de la formation vétérinaires.

S’inscrire aux Lettres vétérinaires
S’inscrire à La Lettre de l'ASV

Publicité