Le point Vétérinaire n° 337 du 01/07/2013
 

DERMATOLOGIE PRATIQUE

Article de synthèse

Pierre-Antoine Germain

Consultant en référés en dermatologie
Clinique vétérinaire des Hutins,
7, av. Napoléon-III,
74160 Saint-Julien-en-Genevois
et Clinique vétérinaire des Cerisioz,
5, route de Saint-Symphorien-d’Ozon,
69800 Saint-Priest

« Pourquoi mon chien se gratte-t-il ? » Question existentielle que les propriétaires nous posent tous les jours ! La réponse peut être immédiate avec des examens praticables “au chevet du malade”. C’est simple comme un coup de brosse ou de scalpel ! Entre autres…

Résumé

→ Lors d’une consultation de dermatologie, un certain nombre d’examens complémentaires sont incontournables. Ils sont pratiqués au chevet de l’animal malade pour un résultat immédiat. Très faciles à mettre en œuvre et ne nécessitant qu’un matériel déjà présent dans la clinique, ils sont souvent la clé d’un diagnostic précis pour un traitement efficace. Brossage, scotch-test, raclage et examen trichoscopique sont pratiqués directement avec des spectres diagnostiques spécifiques. Les examens cytologiques concernent des lésions cutanées dont le typage cellulaire est indispensable. L’examen à la lampe de Wood est un cas particulier pour objectiver un type de teigne.

Summary

Complementary extemporaneous examinations in dermatology: implementation and interpretation

→ A number of complementary or ancillary tests are essential during a dermatological consultation. These tests are performed on the animal at the veterinary practice and provide immediate results. These tests are very easy to implement using equipment already present in the clinic, and are often the key to an accurate diagnosis for effective treatment. The tests, including brushing, scotch-test, skin scraping and trichography are performed directly and have specific diagnostic spectra. Cytological examinations are used for skin lesions when cell typing is essential. Wood’s lamp examination is used specifically to identify a kind of ringworm.

Key words

Dermatology, dog, cat, additional tests, ancillary tests

Les examens complémentaires extemporanés permettent de mettre en évidence sur ou dans la peau des parasites, des agents bactériens ou fongiques, et des modifications de l’épiderme ou du pelage. Ils sont incontournables lors d’une consultation de dermatologie [2].

EXAMENS DIRECTS

1. Réalisation des examens directs

Les principaux examens complémentaires directs sont le brossage, le test à la cellophane adhésive, le raclage et l’examen trichoscopique. Ils ne possèdent pas le même “spectre” diagnostique, et il convient de sélectionner la ou les techniques adaptées en fonction des hypothèses diagnostiques retenues (figure).

Si ce n’est un microscope de bonne qualité, la réalisation des examens directs ne nécessite que très peu de matériel : bistouri, ruban adhésif type Crystal, lames porte-objet, lamelle, huile minérale ou chloral-lactophénol, pince hémostatique. (encadré 1, photo 1). Plusieurs précisions sont importantes à connaître concernant le lactophénol : il peut être irritant pour la peau du préleveur ou du prélevé, et même abîmer les lentilles de l’objectif en cas de contact.

Brossage

Le brossage consiste à recueillir des squames et des poils par brossage de la surface cutanée pour visualiser des parasites présents sur celle-ci et dans le pelage : principalement les poux, les cheylétielles et les puces, ou leurs déjections.

L’animal est assis sur une feuille de papier, puis un brossage vigoureux est effectué avec la main ou un peigne (photo 2). Sont ainsi recueillis des squames et des poils qui peuvent être observés entre lame et lamelle dans une goutte d’huile minérale (photo 3). Comme pour le raclage, il est préférable que le prélèvement ne soit pas trop épais pour une meilleure observation.

Test à la cellophane adhésive ou scotch-test

Cet examen est très similaire au brossage et permet d’observer les mêmes parasites superficiels. Une bande de cellophane adhésive est appliquée en regard des zones intéressantes, à plusieurs reprises de façon à capturer des agents figurés présents en superficie (photo 4). Le ruban est ensuite collé sur une lame porte-objet pour une observation microscopique en utilisant une goutte d’huile minérale afin de chasser l’air et de faciliter la lecture.

Raclage

Le raclage consiste à recueillir les couches les plus superficielles de la peau (en pratique toute l’épaisseur de l’épiderme, ainsi que les couches superficielles du derme) pour prélever d’éventuels parasites présents dans l’épiderme ou dans le follicule pileux, principalement les agents de la gale et les Demodex.

Afin de faciliter le prélèvement, il est recommandé de couper les poils au niveau des lésions. Un pli est formé en pressant doucement la peau, puis un raclage vigoureux de la surface lésée est pratiqué à l’aide d’une lame de scalpel émoussée (n° 10 ou n° 20 ronde), remplacée, dans certains cas (confort du praticien, peau à risque, etc.), par une curette de Volkman ou un bistouri (photo 5). Ces matériels doivent être trempés dans une goutte de lactophénol (encadré 2). Le raclage doit être effectué idéalement sur une zone d’environ 1 cm2 jusqu’à obtention d’un suintement hémorragique ou d’une rosée sanguine (photo 6). Le matériel recueilli est ensuite mélangé avec une goutte de lactophénol sur une lame porte-objet, puis recouvert d’une lamelle. L’objectif est d’obtenir un prélèvement homogène et peu épais.

Il est possible de moduler la profondeur en fonction du type de parasite recherché :

– raclage superficiel : la rosée sanguine n’est pas requise ;

– raclage profond : bien presser le pli pour exprimer le contenu du follicule pileux.

Examen trichoscopique

Cet examen consiste à recueillir des poils pour observer leur structure et d’éventuels agents pathogènes présents dans les follicules pileux : dermatophytes, Demodex. Il n’est pas recommandé en cas de suspicion de dermatophytose due à Microsporum persicolor car seule la couche cornée est envahie.

Le prélèvement peut être effectué avec une pince hémostatique. Une petite quantité de poils (environ une dizaine) sont arrachés sur les zones lésées, puis observés entre lame et lamelle dans une goutte d’huile minérale (photos 7 et 8). Pour faciliter la lecture, il est préférable que les poils soient disposés de façon parallèle sur la lame.

2. Interprétation des examens directs

Les prélèvements doivent être observés de façon méthodique, champ par champ, au petit grossissement. Ces examens permettent l’observation directe de nombreux parasites : agents de gale (Sarcoptes, Notoedres), Demodex (souvent très nombreux), dermatophytes (spores et mycéliums dans les poils, filaments dans les squames), larves de nématodes, etc. (photos 9 à 13). Ils sont très spécifiques. Il n’existe jamais de faux positifs lorsque la lecture de la lame et la diagnose du parasite sont réalisées correctement. Attention à ne pas confondre un manchon pilaire et l’envahissement d’un poil par un dermatophyte. En revanche, des faux négatifs sont possibles, surtout si les prélèvements sont de mauvaise qualité ou pas assez nombreux (gale).

Lors d’un examen trichoscopique, il est également possible de s’intéresser à d’éventuelles modifications de la structure du poil ou du cycle folliculaire (tableau 1, photos 14 à 16). Cette interprétation est plus délicate et il convient de se rapporter systématiquement à la clinique.

EXAMENS CYTOLOGIQUES

L’objectif est de recueillir des cellules et/ou des éléments figurés à partir de lésions cutanées sur une lame porte-objet. Ces examens sont applicables à toute lésion permettant d’isoler un matériel cellulaire. Ils sont principalement utilisés dans le cadre du diagnostic d’infections cutanées et lors de suspicion de tumeur ou de pemphigus foliacé. Il existe différentes techniques, toutes assez simples de réalisation, qui permettent de s’adapter à la diversité des lésions cutanées rencontrées en pratique dermatologique. Dans tous les cas, il est préférable d’effectuer plusieurs prélèvements et de choisir avec soin les sites intéressants afin d’obtenir de meilleurs résultats.

1. Réalisation d’un examen cytologique

Outre un microscope de bonne qualité et bien entretenu, il faut disposer de lames porte-objet neuves et propres, d’aiguilles de faible diamètre (2G), de seringues, d’écouvillons, de ruban adhésif type Crystal, de fixateurs et de colorants de type Romanowsky (photo 17). Parmi les différentes techniques disponibles, les plus utiles sont le calque direct, le calque par cytoponction et le test à la cellophane adhésive.

Calque direct

Cette technique consiste à recueillir le matériel directement sur la lame par écrasement ou, éventuellement, après avoir délicatement crevé la lésion intacte (photo 18). Il convient de prendre toutes les précautions usuelles en présence de pus. Le matériel exprimé est ensuite étalé par étirement ou écrasement modéré avec une autre lame, puis séché par agitation (photo 19). Cette méthode peut être utilisée pour les lésions papuleuses, pustuleuses, vésiculeuses et fistuleuses.

Calque par cytoponction

Le matériel est obtenu par ponction et aspiration de la lésion à l’aide d’une aiguille fine (5 à 7 dixièmes) montée sur une seringue (photo 20). La ponction doit être réalisée dans plusieurs directions et à plusieurs profondeurs pour augmenter la représentativité de l’échantillon. L’aiguille est ensuite déconnectée de la seringue et de l’air aspiré avant la reconnexion. Puis, le matériel ponctionné est ensuite expulsé sur une lame porte-objet, puis étalé à l’aide d’une autre lame tout en veillant à ne pas provoquer de lyse cellulaire. Cette méthode est particulièrement indiquée pour les lésions nodulaires. Lors de lésions très vascularisées, il peut être indiqué de ne pas appliquer de pression négative sur le piston de la seringue et de se contenter de la ponction : la petite quantité “carottée” comprend suffisamment de cellules et prévient une hémodilution. Pour gagner du temps, il peut être utile de faire rentrer de l’air avant la ponction.

Test à la cellophane adhésive

Un morceau de ruban adhésif est appliqué sur la peau de façon à recueillir les couches superficielles du stratum corneum, ainsi que des micro-organismes présents à ce niveau. Le morceau de ruban adhésif est ensuite coloré, sans utiliser de fixateur qui dissout la colle de l’adhésif, avant d’être apposé encore légèrement humide sur une lame porte-objet. Cette technique est utilisée pour rechercher des micro-organismes : bactéries et levures, principalement Malassezia pachydermatis.

Coloration

Le séchage se fait en général par simple agitation à l’air. La coloration de référence en cytologie est le May-Grünwald-Giemsa (MGG) et les colorations rapides disponibles ne permettent pas la même finesse d’analyse cytologique. Elles suffisent cependant dans la grande majorité des cas pour la cytologie cutanée au chevet de l’animal car elles permettent une coloration bien spécifique du cytoplasme, des produits cellulaires et des micro-organismes. En revanche, si une seconde lecture par un cytologiste est indiquée, il convient d’envoyer des lames non colorés.

2. Interprétation d’un examen cytologique

L’examen microscopique peut permettre de différencier des lésions néoplasiques et non néoplasiques, et d’identifier des micro-organismes et différents types cellulaires présents dans la lésion.

Avant de passer à l’interprétation cytologique, il est important d’évaluer la qualité et la représentativité de l’échantillon (tableau 2).

Après cette phase d’analyse critique, l’examen commence par une évaluation du contexte cellulaire général aux petits grossissements (x 4 et x 10). Cela permet de s’orienter en déterminant s’il s’agit d’une population normale, réactionnelle ou tumorale, et de choisir des zones représentatives. Les lésions inflammatoires sont caractérisées par une population cellulaire hétérogène, alors que les lésions néoplasiques présentent en général un aspect homogène. Il existe cependant des pièges, comme les tumeurs avec une surinfection (photo 21).

Dans un second temps, le manipulateur passe progressivement aux plus forts grossissements, pour terminer par l’immersion de façon à identifier des éléments figurés (bactéries intra- ou extracellulaires, spores de dermatophyte, levures, leishmanies) et à déterminer avec précision les différentes populations cellulaires (épithéliale, sanguines) (photos 22 à 26). Les cellules épithéliales sont de grande taille, parfois regroupées en amas. Il est possible de distinguer des cellules basales, suprabasales, épineuses et des cornéocytes, cellules anucléées complètement kératinisées. Il est important de savoir reconnaître les kératinocytes acantholytiques qui sont des grandes cellules rondes ou allongées à cytoplasme très basophile, homogène, à bords nets, à noyau granuleux (photo 27). La présence de ce type de cellules résulte de la rupture des liaisons intercellulaires entre les kératinocytes. Parmi les cellules d’origine sanguine, il est possible d’observer des hématies, des polynucléaires (neutrophiles et éosinophiles), des lymphocytes et des macrophages (photo 28). Des mastocytes et des fibroblastes peuvent aussi être observés (photo 29). Lors de population hétérogène, le type cellulaire prédominant peut permettre de classer les lésions inflammatoires cutanées (tableau 3).

EXAMEN À LA LUMIÈRE DE WOOD

Pour l’examen à la lumièrede Wood, une lampe à ultraviolets (3 650 A) est nécessaire. Ces rayonnements excitent des pigments contenus dans les filaments de certains dermatophytes. Les poils parasités présentent alors une fluorescence verdâtre franche, similaire à celle observée sur une montre à aiguille phosphorescente.

1. Réalisation

Un chauffage préalable de la lampe d’au minimum 5 minutes est conseillé pour obtenir la bonne longueur d’onde. L’examen se pratique dans une pièce noire. Une observation minutieuse de l’ensemble du pelage doit être effectuée.

2. Interprétation

Seulement 50 à 60 % des souches de Microsporum canis présentent une fluorescence. Les autres dermatophytes pathogènes du chien et du chat (comme les trois autres souches les plus fréquentes du chien : M. persicolor, M. gypseum et Trychophyton mentagrophytes) n’expriment pas le pigment fluorescent. En dehors de ces dermatophytes non fluorescents, un mauvais examen ou des conditions d’utilisation erronées sont les principales causes de faux négatifs. Il est également très important de faire attention aux faux positifs. De nombreux topiques, les croûtes et les exsudats peuvent ressortir fluorescents lors de l’observation en lumière de Wood. Cette fluorescence est rarement de la bonne couleur et ces cas de faux positifs peuvent donc facilement être écartés. L’examen en lumière de Wood permet aussi de prélever les poils fluorescents pour les observer au microscope ou pour effectuer une culture mycologique indispensable.

Conclusion

Les examens complémentaires immédiats en dermatologie permettent dans de nombreux cas une orientation ou même un diagnostic [1].

Il s’agit d’examens peu invasifs, faciles d’accès et peu coûteux qui valorisent la consultation de dermatologie. Leur réalisation et leur interprétation nécessitent toutefois de suivre quelques règles simples pour obtenir des résultats concluants.

Références

  • 1. Bensignor E, Germain PA. Dermatologie du chien et du chat. Ed. Med’com, Paris. 2006:256p.
  • 2. Miller WH, Griffin CE, Campbell KL. Diagnostic methods. In: Muller and Kirk’s Small Animal Dermatology. 7th ed. Elsevier, St Louis. 2012:57-107.

Conflit d’intérêts

Aucun.

ENCADRÉ 1
Microscope

En dermatologie, de nombreux examens complémentaires simples et très informatifs nécessitent l’utilisation d’un microscope. Le choix de cet outil est un facteur limitant de la bonne réalisation de ces derniers et il convient de disposer d’un microscope de qualité.

L’examen au microscope doit être dynamique et systématique. L’ensemble du prélèvement doit faire l’objet d’une observation attentive champ par champ au faible grossissement. Dans un second temps, de plus forts grossissements peuvent être utilisés, en particulier lors d’un examen cytologique, pour analyser plus finement les populations cellulaires ou rechercher des bactéries ou d’autres micro-organismes.

ENCADRÉ 2
Choix des sites de prélèvement

Une des règles fondamentales pour obtenir des résultats fiables lors de la réalisation d’examens complémentaires en dermatologie est de choisir en priorité comme site de prélèvement des lésions peu ou pas remaniées, et, si possible, des lésions typiques des parasites recherchés (papulo-croûtes pour la gale et alopécie avec comédons pour la démodécie). Si l’examen est réalisé sur une zone très remaniée, les informations recueillies reflèteront essentiellement les conséquences de la réaction inflammatoire chronique, et non l’affection originale.

EN SAVOIR PLUS

Numéro spécial « Dermatologie clinique du chien », à paraître en novembre 2013.

1. Matériel nécessaire pour réaliser les examens directs.

9 à 12. Examen direct au microscope de parasites intra-épidermiques. 10. Galerie de sarcopte, présence d’œufs et de déjections (grossissement x 10).

FIGURE
Coupe anatomique de la peau avec localisation des parasites

Le choix de l’examen direct et de la profondeur de prélèvement doit être adapté aux parasites suspectés chez l’animal. Pour les parasites intrafolliculaires ou intra-épidermiques, un raclage trop timide ou une technique superficielle peuvent se solder par un faux négatif.

9 à 12. Examen direct au microscope de parasites intra-épidermiques. 11. Demodex canis (grossissement x 10).

9 à 12. Examen direct au microscope de parasites intra-épidermiques. 12. Œufs de Demodex canis (grossissement x 40).

13 à 16. Examen direct au microscope de différentes catégories de poils 13. Poil envahi par Microsporum canis (grossissement x 40). Noter la destruction de la tige pilaire.

13 à 16. Examen direct au microscope de différentes catégories de poils 14. Manchons pilaires (grossissement x 10). La structure du poil est normale et le manchon se trouve autour du poil.

13 à 16. Examen direct au microscope de différentes catégories de poils 15. Lésion débutante d’envahissement du poil par un dermatophyte (grossissement x 40). Noter la présence des éléments fongiques entre la cuticule et le cortex.

13 à 16. Examen direct au microscope de différentes catégories de poils 16. Observation des principales phases du cycle folliculaire (grossissement x 10).). A : anagène ; T : télogène.

17. Matériel nécessaire pour réaliser les examens cytologiques de surface.

18. et 19. Calque à partir d’une pustule. 18. Le pus contenu dans une pustule est exprimé par pression.

18. et 19. Calque à partir d’une pustule. 19. Une lame est appliquée délicatement sur le pus à plusieurs reprises avant de sécher le prélèvement à l’air.

2. Brossage : une feuille de papier est disposée sous le chien de façon à recueillir des squames, des poils et éventuellement des parasites après que le pelage de l’animal est brossé.

20. Cytoponction : l’aiguille, déjà montée sur une seringue, est enfoncée à plusieurs reprises dans la masse à plusieurs profondeurs et sous différents angles.

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 21. Amas de cellules de type épithélial au sein d’une réaction suppurée (métastases cutanées inflammatoires d’une tumeur mammaire, grossissement x 40).

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 22. Réaction suppurée avec de nombreux polynucléaires neutrophiles dont certains phagocytent des cocci (pyodermite superficielle, grossissement x 100).

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 23. Réaction suppurée avec des polynucléaires dégénérés et de nombreux bacilles (otite suppurée, grossissement x 100).

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 24. Nombreux polynucléaires éosinophiliques associés à des polynucléaires neutrophiles (calque d’une plaque éosinophilique, grossissement x 100).

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 25. Nombreuses levures du genre Malassezia dont la forme est caractéristique (test à la cellophane adhésive après coloration, grossissement x 100).

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 26. Leishmanies présentes dans le cytoplasme d’un macrophage (ponction d’un nœud lymphatique, grossissement x 100).

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 27. Multiples kératinocytes acantholytiques au sein d’une réaction suppurée (pemphigus foliacé, grossissement x 40).

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 28. Lymphocytes présentant de nombreuses atypies cellulaires (lymphome cutané, grossissement x 100).

21 à 29. Examens cytologiques au microscope caractéristiques de différentes affections 29. Mastocytes (mastocytome, grossissement x 100).

3. Brossage : le matériel recueilli est ensuite déposé à l’aide de la feuille de papier sur une lame porte-objet sur laquelle une goutte de lactophénol ou d’huile minérale aura été disposée.

4. Test à la cellophane adhésive : un morceau de ruban adhésif est directement appliqué sur les zones à prélever. L’objectif est de piéger ainsi des éléments figurés (parasites, bactéries ou levures) présents à la surface de la peau.

5. Raclage profond : un pli cutané est formé et la peau est pressée de façon à exprimer le contenu des follicules pileux. Une coupe délicate des poils est indiquée pour les zones velues.

6. Raclage profond : dans un second temps, la zone sélectionnée est raclée jusqu’à la rosée sanguine avec une lame de bistouri enduite de lactophénol. Le matériel recueilli par ce raclage est ensuite homogénéisé avec une goutte de lactophénol sur une lame porte-objet.

7. Examen trichoscopique : un groupe de poils est prélevé à l’aide d’une pince hémostatique.

8. Examen trichoscopique : les poils sont ensuite disposés entre lame et lamelle dans une goutte d’huile minérale en essayant de les garder alignés.

9 à 12. Examen direct au microscope de parasites intra-épidermiques. 9. Sarcoptes scabiei (grossissement x 10).

TABLEAU 1
Modifications du poil et leurs causes

TABLEAU 2
Principaux défauts observés et conséquences en cytologie

TABLEAU 3
Types de lésion à l’examen cytologique

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