Le point Vétérinaire Canin n° 356 du 01/06/2015
 

NAC

Cas clinique

Tatiana Loucachevsky*, Françoise Lemoine**, Emmanuel Risi***, Romain Potier****


*FauneVet® zoo and exotics vet solutions
**Centre hospitalier vétérinaire Atlantia
22, rue René-Viviani, 44200 Nantes
***Centre hospitalier vétérinaire Atlantia
22, rue René-Viviani, 44200 Nantes
****FauneVet® zoo and exotics vet solutions
*****Centre hospitalier vétérinaire Atlantia
22, rue René-Viviani, 44200 Nantes
******FauneVet® zoo and exotics vet solutions
*******Centre hospitalier vétérinaire Atlantia
22, rue René-Viviani, 44200 Nantes

Une gestation anormalement longue chez une rate primipare de 10 mois conduit ici à une dystocie par rétention fœtale, traitée par ovariohystérectomie. Chez le rat, les troubles de la reproduction sont surtout liés à des problèmes zootechniques et au choix des reproducteurs.

Résumé

→ Une dystocie sur rétention fœtale est diagnostiquée chez une rate primipare de 10 mois. Le diagnostic de mort fœtale est établi par échographie abdominale. Après un traitement médical infructueux, une ovariohystérectomie est réalisée. Lors de dystocie, le praticien doit distinguer les causes maternelles des causes fœtales, afin d’adapter son traitement. Leur gestion médicale ou chirurgicale est similaire à celle des carnivores domestiques.

Summary

Dystocia in a dam rat

→ Dystocia due to fœtal retention was diagnosed in a 10-month old primipare rat. Fœtal death was diagnosed using abdominal ultrasonography. After unsuccessful medical treatment, an ovariohysterectomy was performed. In cases of dystocia, the practitioner must distinguish maternal causes from fœtal causes in order to provide suitable treatment. Medical or surgical management is similar to that for dogs and cats.

Key words

Female rat, dam, dystocia, pregnancy, ovariohysterectomy.

La reproduction étant facile chez le rat, espèce très prolifique, le vétérinaire est en général peu confronté aux dystocies, auxquelles il convient cependant de savoir répondre efficacement.

CAS CLINIQUE

Une rate gravide de 10 mois est présentée en consultation pour des pertes vulvaires sanguinolentes et la mise bas d’un seul foetus mort-né (mortinatalité), au domicile de la propriétaire (photo 1). Celle-ci, novice dans le domaine, estime à 26 jours la durée de gestation (durée fondée sur la suspicion d’une saillie, avec observation d’une monte et émission de petits cris), alors qu’une gestation normale dure en moyenne 22 jours (de 21 à 23 jours [15, 20]). La rate est nourrie avec une alimentation à base d’extrudés et cohabite avec le mâle.

1. Examen clinique

L’état général de l’animal est bon. Son poids est de 370 g, avec un score corporel évalué à 3/5 et un bon état d’hydratation. Les muqueuses sont roses et le temps de recoloration capillaire est inférieur à 2 secondes. L’examen clinique révèle une tachycardie ainsi qu’une tachypnée et confirme la présence de pertes vulvaires sanguinolentes (photo 2). La palpation abdominale met en évidence un abdomen dilaté, douloureux à l’examen, et révèle la présence d’un fœtus. Du fait des commémoratifs et de l’anamnèse, une rétention fœtale est suspectée.

2. Examens complémentaires

Une radiographie abdominale est réalisée. Elle met en évidence la présence d’un fœtus minéralisé dans une corne utérine (photo 3). À l’échographie abdominale, aucun battement cardiaque fœtal n’est décelé. Les signes de désorganisation foetale habituellement observés chez les carnivores domestiques (chevauchement des os du crâne, présence de gaz dans la cavité abdominale ou thoracique du fœtus et désorganisation progressive du squelette) sont difficilement observables chez le rat, et ne sont pas mis en évidence dans ce cas.

3. Prise en charge

Traitement médical

Les causes obstructives ayant été écartées (absence de disproportion fœto-maternelle à la radiographie et de torsion utérine à l’échographie, mise bas d’un raton mortné), un protocole médical est proposé. La rate reçoit de l’ocytocine (1 UI/kg, par voie intramusculaire [IM]) et du gluconate de calcium (100 mg/kg, IM, dose empiriquement adaptée du cobaye) afin d’induire les contractions utérines, ainsi que de la buprénorphine (45 µg/kg, par voie sous-cutanée [SC], la posologie théorique étant comprise entre 20 et 50 µg/kg) en analgésie [1, 11, 12]. La calcémie n’est pas mesurée (les valeurs usuelles de la calcémie totale sont comprises entre 9,5 et 12,1 mg/dl) [20]. La rate est ensuite placée au calme dans une couveuse (température programmée empiriquement à 29 °C). L’injection d’ocytocine est répétée trois fois à une heure d’intervalle, sans succès (si aucune mise bas ne s’est produite dans les 15 minutes après l’injection de 1 UI d’ocytocine par rat, soit après trois injections de 0,37 UI pour notre cas clinique, une intervention chirurgicale est indiquée) [3, 15]. Une ovariohystérectomie est alors programmée, les propriétaires ne souhaitant pas de future gestation. La rate ne reçoit pas de fluidothérapie avant l’intervention.

Traitement chirurgical

La rate est prémédiquée à l’aide de buprénorphine (45 µg/ kg, SC), 6 heures après la première injection. L’anesthésie est induite au moyen d’un mélange d’isoflurane (5 %) et d’oxygène (100 % à 1 l/min), administré grâce à un masque. La concentration d’isoflurane est baissée à 2 % pour entretenir l’anesthésie.

Un protocole classique d’ovariohystérectomie, semblable à celui réalisé chez les carnivores domestiques, est entrepris. Après incision de la ligne blanche, l’appareil reproducteur est facilement extériorisé de l’abdomen, dont la corne utérine gauche hypertrophiée (photo 4). Des ligatures sont réalisées aux pôles vasculaires des ovaires avec un fil tressé résorbable (Polysorb® 3-0). Après section des pédicules ovariens et réclinaison de l’utérus, une pince hémostatique est placée sous le corps de l’utérus, puis une ligature transfixante est réalisée avant l’incision complète de l’utérus. Le plan musculaire est suturé par un surjet simple (Polysorb® 3-0), puis le plan cutané est refermé par un surjet intradermique couplé à trois points simples de sécurité à l’aide d’un monofil résorbable (PDS® 4-0). Un prochain article est en cours de rédaction sur la stérilisation-castration chez cette espèce.

Suivi postopératoire

Pendant le réveil de l’animal, une réhydratation sous-cutanée est réalisée (18,5 ml d’une solution de Ringer lactate tiédie, administrés en cinq points, soit 50 ml/kg SC) et un carcan est mis en place pour éviter tout risque d’automutilation (encadré) [19].

Le propriétaire doit bien toiletter les orifices génitaux urinaires du rat et surveiller sa prise alimentaire. Un traitement antibiotique (enrofloxacine 10 mg/ kg, per os [PO], deux fois par jour, pendant 10 jours) et analgésique (méloxicam 1 mg/kg, PO, une fois par jour, pendant 5 jours) est prescrit après l’intervention [1, 11, 18, 20]. Un aliment de gavage (Emeraid Omnivore®) est fourni à la propriétaire en cas de dysorexie, afin de recourir à une alimentation assistée. Au terme des 10 jours postopératoires, un contrôle de la cicatrisation avec retrait des points cutanés est réalisé.

Après l’intervention, la corne utérine gauche est incisée afin d’observer le fœtus (photos 6 et 7). Celui-ci présente une conformation anormale de type coelosomien(1), il est adhérent à la muqueuse utérine.

DISCUSSION

1. Gestion des dystocies

Étiologie

Chez la rate, une dystocie est suspectée après 23 jours de gestation. Dans ce cas, la propriétaire évalue la gestation à 26 jours, durée calculée à la suite de l’observation d’une monte et de l’émission de petits cris lors du coït. Le début de la gestation est théoriquement défini par un coït fécondant, dont la date est difficile à définir chez le rat : chaque monte ne s’accompagne pas forcément d’une pénétration ni chaque pénétration d’une éjaculation (entre 3 et 44 pénétrations sont nécessaires pour que le mâle éjacule). De plus, une fécondation différée est possible, grâce à la survie des spermatozoïdes dans l’oviducte de la femelle ou à la survie de l’ovule dans l’ampoule de l’oviducte [4, 10]. Ces éléments sont à prendre en compte avant de diagnostiquer une dystocie. En pratique, celle-ci est rare chez les petits rongeurs. Les causes maternelles, qui représentent 75 % des cas chez le chien et 67 % chez le chat, sont, chez le rat [13] :

- une inertie utérine primaire ou secondaire ;

- une malformation congénitale ou acquise (de l’utérus, du vagin ou du pelvis) ;

- un retard d’accouchement lié à une cause comportementale ou environnementale (perturbation du nid pendant la mise bas) ;

- une carence en vitamine E (chez le rat, l’hypovitaminose E détermine la dégénérescence des vaisseaux du placenta, ce qui entraîne la mort de l’embryon) [9] ;

- une cause obstructive (torsion de corne, tumeur, abcès) ;

- une origine traumatique, comme la rupture de corne (photo 8).

Il convient également d’exclure une pseudogestation (rare chez la rate, plus fréquente chez la souris) lorsqu’une femelle supposée gestante tarde à mettre bas.

Les causes fœtales décrites chez le rat sont :

- les disproportions fœto-maternelles (fœtus trop gros, obstructif) ;

- les malpositions fœtales (rares) ;

- les morts fœtales ;

- les malformations congénitales du fœtus [10, 15, 20].

Ici, la rate a mis bas un raton mort-né et présente une dystocie avec un fœtus monstrueux. Le nombre de fœtus est anormalement faible (portée habituelle de 6 à 13 petits). L’absence d’effort expulsif laisse supposer une origine maternelle (abdominale ou utérine), combinée à une origine fœtale de développement du fait de la monstruosité du fœtus. Chez les bovins et le chat, les naissances de “monstres” sont fréquentes et souvent à l’origine de dystocie (5 % des causes de dystocie chez la vache et 7,7 % chez la chatte), alors qu’elles sont plus rares chez la chienne (seulement 1,1 %) [13, 17]. Cependant, aucun rapport n’en fait état chez le rat. Concernant les coelosomiens, les causes et les facteurs de risque sont encore inconnus [17].

Traitement

Le traitement de la dystocie dépend de son origine. Un examen attentif des conditions de maintenance est nécessaire afin d’écarter les causes de stress possibles. L’alimentation de la mère doit être analysée afin d’objectiver une possible hypocalcémie, hypovitaminose ou hypoprotéinémie. La palpation abdominale, des radiographies abdominales ainsi qu’une échographie aident au diagnostic étiologique.

Après avoir exclu une cause obstructive, de l’ocytocine est administrée (0,2 à 3 UI/kg, IM), seule ou couplée à du calcium (gluconate de Ca 10 %, 1 à 2 ml/ kg PO ou parentéral, par extrapolation de la médecine canine), afin d’induire les contractions utérines [1, 5, 7, 8, 15, 20]. L’emploi d’ocytocine est contre-indiqué en cas d’obstruction des voies génitales. Avant toute utilisation, le praticien doit traiter l’hypoglycémie et l’hypocalcémie si elles sont présentes. À la suite d’une injection intramusculaire, le délai d’action de l’ocytocine est de 3 à 5 minutes [7]. La concentration en calcium sérique ne représente pas toujours celle en calcium dans les cellules du myomètre. Chez la chienne, un défaut des transporteurs membranaires de ces ions pourrait être impliqué dans l’inertie utérine, ce qui explique que certains cas d’inertie utérine répondent à l’administration de calcium, même si la calcémie de la femelle est dans les valeurs usuelles (dosage du calcium ionisé). Du gluconate de calcium à 10 % est donc souvent administré conjointement à l’ocytocine. Il permet d’augmenter la force des contractions utérines. L’opérateur doit alors surveiller la fonction cardiaque (risque d’arythmie). Nous avons choisi de ne pas doser la calcémie, en raison du budget limité des propriétaires et parce que cette valeur n’aurait pas interféré avec le choix de notre traitement médical. Cependant, cette dernière peut être dosée après une ponction sanguine à la veine cave craniale sous anesthésie générale.

En cas d’échec du traitement médical ou d’obstruction utérine, une intervention chirurgicale est nécessaire (césarienne ou ovariohystérectomie) (photo 9). Cependant, celle-ci est plus risquée chez les petits rongeurs que chez les carnivores domestiques (de 0 à 2 % de mortalité chez les carnivores domestiques lors de césarienne, d’après H. Slatter, aucun pourcentage précis n’étant disponible chez les rongeurs), en raison de leur petite taille, de leur faible tolérance à l’hypovolémie et du risque d’hypothermie [10]. Dans ce cas, l’animal était normohydraté et les saignements peropératoires ont été considérés comme minimes. La rate n’a donc reçu qu’une réhydratation sous-cutanée postopératoire. Il est préférable de poser un cathéter (26 G) à la veine céphalique ou un cathéter en intra-osseux (aiguille de 25 G) dans le tibia pour toute anesthésie, si l’état général de l’animal est instable ou s’il est sévèrement déshydraté.

2. Prévention des dystocies

Âge de mise à la reproduction

La rate n’est pas fertile toute sa vie, à cause du vieillissement de l’utérus qui devient incapable d’assurer le bon développement des embryons et du phénomène d’atrésie folliculaire (dégénérescence des follicules).

Durant sa vie reproductrice, la femelle présente une fertilité qui augmente jusqu’à 100 jours d’âge, reste stable jusqu’à 300 jours, puis diminue [6, 10, 15]. La rate présente donc une ménopause et peut ne plus avoir de chaleurs dès 15 à 32 mois [15, 16].

Cela explique qu’il est conseillé de mettre la rate à la reproduction pour la première fois dès ses 3 mois d’âge (poids vif > 250 g) et avant ses 8 mois, puis de la laisser se reproduire jusqu’à ses 12 à 18 mois (voire plus s’il s’agit d’une très bonne reproductrice) [6, 14]. Ici, la rate présentait un état d’embonpoint correct. En revanche, une mise à la reproduction à 10 mois en tant que primipare est tardive et pourrait expliquer la dystocie. Quant aux mâles, il est conseillé de les mettre à la reproduction vers 8 à 10 mois d’âge, afin d’avoir le temps d’évaluer leur comportement envers l’homme (agressivité hormonale, comportement inquiétant, etc.) et de les écarter de la reproduction si besoin.

Alimentation appropriée

Ici, la ration alimentaire n’a pas été modifiée durant la gestation de la femelle (alimentation à base d’extrudés vendus en jardinerie). Pourtant, les besoins énergétiques de la femelle augmentent à partir du dernier tiers de gestation et jusqu’au pic de la lactation, jusqu’à doubler dans le dernier tiers de gestation (tableau). Au cours de la même période, le temps imparti à l’alimentation diminue (quantité ingérée limitée, arrivée des petits). La densité énergétique de la ration doit donc être augmentée pendant cette période critique. Il est nécessaire d’utiliser un complément plus énergétique (mélange de graines : 3 000 à 3 500 kcal/kg) en plus de l’aliment d’entretien (extrudés : 2 800 et 3 000 kcal/kg). Une ration ménagère à base de protéines animales, de légumes ou d’aliment humide est également possible, mais elle doit être correctement évaluée et complétée par un complément minéral vitaminé. Un bon compromis semble être de laisser une alimentation à volonté pour les femelles, du dernier tiers de gestation jusqu’au sevrage [2, 8, 10, 16].

Pendant la période de reproduction, la femelle voit ses besoins augmenter en vitamines A, B5 et B6, en calcium, en zinc, en cuivre, en fer et en magnésium [21]. Des compléments vitaminiques peuvent alors être utilisés, sans que des normes précises aient été définies.

Une ambiance calme et adaptée

La rate de ce cas clinique vit avec un mâle dans une grande cage grillagée à étages. Aucune modification de l’aménagement n’a été entreprise par les propriétaires durant la gestation ni pour la mise bas. Pourtant, il est nécessaire de mettre à la disposition de la femelle du matériel pour fabriquer un ou plusieurs nids. L’impossibilité de le faire peut générer un stress suffisant pour entraîner un avortement ou du cannibalisme. Il convient donc de lui proposer un abri dans un endroit sombre et chaud, des mouchoirs, des morceaux de tissu ou du foin. L’ambiance doit être calme pour éviter tout stress. Cependant, la rate peut rester avec les autres femelles si elle en a l’habitude et avec le mâle reproducteur. Il est préférable de la séparer des autres mâles qui peuvent être agressifs avec les nouveau-nés [8, 16].

Conclusion

Les dystocies chez le rat ne sont pas fréquentes. Les troubles de la reproduction sont surtout liés à une mauvaise gestion de l’alimentation, de l’environnement et du choix des reproducteurs. Il est aisé de les éviter. Le vétérinaire a donc un rôle de conseil auprès des éleveurs professionnels ou amateurs. En cas de dystocie, la gestion médicale ou chirurgicale est similaire à celle des carnivores domestiques.

  • (1) Absence totale ou partielle de soudure des lames ventrales, avec déviation de la colonne et mauvaise orientation des membres, parfois associée à une inversion de la peau, les viscères flottant dans la cavité utérine.

Références

  • 1. Adamcak A, Otten B. Rodent therapeutics. Vet. Clin. North Am. Exot. Anim. Pract. 2000;3 (1):221-237, viii.
  • 2. Allen AM, Gerrity LW, Knapka JJ et coll. Laboratory animal management, rodents. 1st ed. Washington, DC : National Academy Press Inc. 1996;180p.
  • 3. Anderson NL. Basic husbandry and medicine of pocket pets. In : Birchard SJ, Sherding RG, eds. Saunders Manual of small animal practice. Philadelpha : WB Saunders Co. 1994;1363-1389.
  • 4. Beaudoin AR. Embryology and teratology. In : Baker HJ, Lindsey JR, Weisbroth SH, editors. The laboratory rat, volume II, research applications. 1st ed. New York : Academic Press. 1980;75-90.
  • 5. Carpenter JW. Exotic animal formulary. 4th ed. Elsevier, St. Louis, Missouri. 2013;499p.
  • 6. Cunliffe-Beamer TL, Les EP. The laboratory mouse. In : Poole TB, editor. The UFAW handbook on the care and management of laboratory animals. 6th ed. Harlow, UK : Longman Scientific and Technical. 1987;275-295.
  • 7. Donald C Plumb. Plumb’s veterinary drug handbook, 7th Ed, Wiley-Blackwell. 2011;1035-1040.
  • 8. Doumerc GM. Élevage et reproduction des rongeurs myomorphes domestiques en France. Thèse Méd. Vét. Alfort. 2004;23-89.
  • 9. Giroud A. Malformations embryonnaires d’origine carentielle. Biological Reviews. 1953;29 (2):220-250.
  • 10. Hafez ES, ed. Reproduction and breeding techniques for laboratory animals. 1st ed. Philadelphia : Lea and Febiger. 1970;29-55,74-106.
  • 11. Harkness JE. A practitioner’s guide to domestic rodents. Lakewood, CO : American animal hospital association. 1993.
  • 12. Hoefer H. Common problems in guinea pigs. Proc. North Am. Vet. Conf. 1999;831-832.
  • 13. Linde-Forsberg C, Eneroth A. Parturition. In : Manual of small animal reproduction and neonatology. Shurdington, Cheltenham : BSAVA. 1998;127-142.
  • 14. Lloyd M, Wolfensohn S. Handbook of laboratory animal management and welfare. 1st ed. Oxford : Oxford University Press. 1994;304p.
  • 15. Lopate C. Management of pregnant and neonatal dogs, cats, and exotic pets. 1st ed. John Wiley & Sons, Inc. 2012;259-272.
  • 16. National Research Council. Nutrient requirements of laboratory animals. 4th revised ed. Washington, DC : National Academy Press Inc. 1995;11-79.
  • 17. Noakes D, Parkinson TJ, Englang GCW. Arthur’s veterinary reproduction and obstetrics. V. 8. Ed. WB Saunders. 2001;868p.
  • 18. Ogino K, Hatanaka K, Kawamura M et coll. Evaluation of pharmacological profile of meloxicam as an anti-inflammatory agent, with particular reference to its relative selectivity for cyclooxygenase-2 over cyclooxygenase-1. Pharmacology. 1997;55 :44-53.
  • 19. Oglesbee B. Emergency medicine of pocket pets. In : Bonagura JD, ed. Kirk’s current veterinary therapy XII : small animal practice. Philadelphia : WB Saunders Co. 1995;1328-1331.
  • 20. Quesenberry KE, Carpenter?JW. Ferrets, rabbits, and rodents. Clinical medicine and surgery. 3rd ed. Elsevier Saunders. 2012;339-343.
  • 21. Thompson JN. Vitamine A and reproduction in rats. Proc. R. Soc. Lond. 1964;159 (976):510-535.

Conflit d’intérêts

Aucun.

ENCADRÉ
Fabrication d’un carcan

Le carcan est fabriqué à l’aide de films radiographiques ajustés à la taille de l’animal, puis scotchés au corps à l’aide de sparadrap (type Albuplast®), croisé dans le dos comme un harnais (photo 5). En pratique, cela ne pose aucune difficulté. Cette technique permet d’éviter que les rats ne se glissent au travers du carcan grâce à leur ceinture scapulaire étroite, puis ne poussent leur carcan sur l’abdomen, ce qui entraînerait un risque important de compression. L’utilisation de colle chirurgicale, qui permet de s’affranchir de la nécessité de protéger la plaie opératoire, induit toutefois quelques difficultés d’automutilation : les rats se toilettent en permanence et tentent de retirer la colle.

Points forts

→ Une dystocie chez la rate est suspectée après 23 jours de gestation.

→ Les dystocies sont rares chez la rate.

→ Chez la rate, les principales causes de dystocie sont le stress (perturbation du nid pendant la mise bas), l’inertie utérine (due à une déficience en calcium, à une métrite ou à des facteurs héréditaires), les disproportions fœto-maternelles et les dystocies par obstruction.

→ Après avoir exclu une cause obstructive, le traitement médical repose sur une analgésie efficace et sur des injections d’ocytocine, seules ou couplées à une administration de calcium.

→ En cas d’échec du traitement médical ou d’obstruction utérine, une intervention chirurgicale est nécessaire.

→ Pour prévenir toute complication durant la gestation et en début de lactation, la densité énergétique de la ration doit être augmentée pendant le dernier tiers de la gestation et jusqu’au pic de lactation, la femelle étant placée dans un endroit calme et adapté afin d’éviter tout stress.

1. Rate présentée pour dystocie.

2. Mise en évidence des pertes vulvaires sanguinolentes.

3. Radiographie de profil confirmant la gestation.

4. Corne gauche hypertrophiée.

5. Pose d’un carcan sur une rate.

6. Appareil génital femelle de la rate après ovariohysté­rectomie.

7. Fœtus visualisé après ouverture de la corne.

8. Laparotomie sur une rupture de corne intra-abdominale chez une rate.

9. Portée de 14 rats après césarienne.

TABLEAU
Calcul du besoin énergétique du rat selon son statut physiologique

D’après [16].

Formations e-Learning

Nouveau : Découvrez le premier module
e-Learning du PointVétérinaire.fr sur le thème « L’Épanchement thoracique dans tous ses états »

En savoir plus
Publicité

L'infographie du mois

Boutique

Aussi bien destiné au vétérinaire, qu’à l’étudiant ou au personnel soignant, cet ouvrage vous apportera toutes les bases nécessaires à la consultation des NAC. Richement illustré de plus de 350 photos, doté de compléments internet vous permettant de télécharger des fiches d’examen et des fiches synthétiques par espèces, ce livre est indispensable pour débuter et progresser en médecine et chirurgie des NAC.
Découvrir la boutique du Point Vétérinaire

Agenda des formations

Retrouvez les différentes formations, évènements, congrès qui seront organisés dans les mois à venir. Vous pouvez cibler votre recherche par date, domaine d'activité, ou situation géographique.

Calendrier des formations pour les vétérinaires et auxiliaires vétérinaires

En savoir plus

Newsletters


Ne manquez rien de l'actualité et de la formation vétérinaires.

S’inscrire aux Lettres vétérinaires
S’inscrire à La Lettre de l'ASV

Publicité