Le point Vétérinaire Canin n° 351 du 01/12/2014
 

INFECTIONS NOSOCOMIALES ET ANTIBIORÉSISTANCE

Article de synthèse

Nicolas Keck*, Antoine Dunié-Merigot**, Jean-François Rousselot***, Fabrice Bernard****, Éric Guaguere*****, Michael Treilles******, Marisa Haenni*******, Jean-Yves Madec********


*Laboratoire départemental vétérinaire de l’Hérault,
306, rue Croix-de-Las-Cazes, CS 69013,
34967 Montpellier Cedex 02
**Clinique vétérinaire Languedocia,
395, rue Maurice-Béjart, 34080 Montpellier
***Clinique vétérinaire du Clos-des-Camélias,
72, boulevard Charles-de-Gaulle, 92700 Colombes
****Centre hospitalier vétérinaire Saint-Martin,
275, route Impériale, 74370 Saint-Martin-Bellevue
*****Clinique vétérinaire Saint-Bernard,
598, avenue de Dunkerque, 59160 Lomme
******Laboratoire d’analyses Sèvres Atlantique,
210, avenue de la Venise-Verte, 79000 Niort
*******Anses, unité Antibiorésistance
et virulence bactériennes,
31, avenue Tony-Garnier, 69364 Lyon Cedex 07
********Anses, unité Antibiorésistance
et virulence bactériennes,
31, avenue Tony-Garnier, 69364 Lyon Cedex 07

Des procédures peuvent être mises en œuvre dans les cliniques vétérinaires pour maîtriser l’émergence et la diffusion des staphylocoques multirésistants.

Résumé

→ Des staphylocoques résistants à la méticilline sont désormais fréquemment isolés chez les carnivores domestiques et peuvent être à l’origine d’infections nosocomiales. La maîtrise de ces infections vise l’utilisation raisonnée des antibiotiques, mais aussi la transmission des bactéries entre animaux, ou la contamination par l’environnement et les pratiques, particulièrement dans les cliniques vétérinaires. Elle repose sur des procédures de prévention des infections (hygiène générale, sur le site opératoire) et de détection des animaux touchés. En cas d’infection avérée, la prise en charge des animaux doit être adaptée à chaque cas (type d’infection, colonisation, etc.) et aux caractéristiques de la souche (espèce, sensibilité aux antibiotiques, etc.). La surveillance passive des animaux suivis, ou active en cas de signes pathologiques, complète ce dispositif.

Summary

Recommendations for the prevention and management of nosocomial infections: the example of multiresistant staphylococci in veterinary medicine

→ Methicillin-resistant staphylococci are now frequently isolated from domestic carnivores and can be the origin of nosocomial infections. These infections are managed by the rational use of antibiotics. The bacteria are also transmitted between animals, or environmental contamination and practices, particularly in veterinary clinics. Management of these aspects relies on procedures for infection prevention (general hygiene, prevention on the surgical site) and detection of infected animals. In case of proven infection, the treatment of an animal must be adapted to each individual case (depending on the type of infection, colonisation etc.) and the characteristics of the strain (species, antibiotic sensitivity, etc.). Case management of affected animals is completed by either passive surveillance or active monitoring in case of problems.

Key words

Nosocomial infections, Staphylococcus pseudintermedius, antimicrobial resistance, epidemiology, prevention, hygiene

Les infections nosocomiales des animaux de compagnie représentent un enjeu important de santé animale et potentiellement de santé publique. Elles ont des conséquences plus lourdes lorsqu’elles sont dues à des bactéries multirésistantes telles que les staphylocoques résistants à la méticilline [18, 30]. Les pratiques médicales ou chirurgicales jouant un rôle important dans la dispersion de ces souches, certaines recommandations pour la maîtrise des maladies infectieuses dans les établissements de soins vétérinaires s’appliquent également aux infections par les bactéries multirésistantes [3, 5]. Cet article présente les principaux éléments épidémiologiques à prendre en compte et les mesures possibles pour limiter l’émergence et la diffusion de ces souches, prendre en charge les animaux infectés et surveiller les infections nosocomiales au sein des établissements vétérinaires.

NOTIONS ÉPIDÉMIOLOGIQUES IMPORTANTES

Les carnivores domestiques peuvent être colonisés par les Staphylococcus pseudintermedius (SPRM) ou, plus rarement, par les Staphylococcus aureus résistants à la méticilline (SARM), à des prévalences plus élevées dans des populations atteintes d’affections cutanées. La colonisation peut durer plusieurs mois, parfois plus d’un an. La transmission est fréquente entre animaux infectés ou colonisés. Les individus infectés contaminent l’environnement des habitations et des cliniques vétérinaires, qui peuvent alors devenir des sources de contamination [25]. Les traitements antibiotiques systémiques favorisent les infections ou la colonisation par les SPRM, notamment les β-lactamines ou les fluoroquinolones, de même que le nombre de traitements reçus [8, 11, 23, 28]. Cela est dû à la sélection de bactéries résistantes par les traitements et à l’altération de la flore résidente, créant une niche écologique dans laquelle les bactéries opportunistes peuvent s’installer.

Les principales mesures pour lutter contre les infections nosocomiales par les staphylocoques multirésistants visent donc à :

– la prévention de la sélection des bactéries résistantes par les traitements antibiotiques ;

– la maîtrise de la transmission directe entre animaux (sains, colonisés ou malades) ou de la contamination indirecte par des vecteurs inanimés (locaux, équipements, etc.).

PRÉVENIR L’ÉMERGENCE DE LA RÉSISTANCE AUX ANTIBIOTIQUES

Une utilisation raisonnée des antibiotiques, fondée sur des résultats d’analyses effectuées dans des laboratoires vétérinaires spécialisés et sur des recommandations nées de consensus de traitement, est indispensable pour limiter l’émergence des clones multirésistants [6, 15]. Les possibilités de cosélection obligent à la prudence avec toutes les classes d’antibiotiques, particulièrement dans le cas des SPRM, qui sont très fréquemment multirésistants.

Dans un proche avenir, plusieurs documents seront disponibles pour aider le praticien à mieux évaluer la pertinence d’un traitement antibiotique et, dans le cas où aucune autre mesure alternative ne serait disponible, à faire un choix raisonné de l’antibiotique à utiliser. Ils comprendront :

– un guide opposable de bonnes pratiques de l’emploi des antibiotiques en médecine vétérinaire rédigé à partir des recommandations de l’Agence nationale de sécurité sanitaire de l’alimentation, de l’environnement et du travail (Anses) ;

– des fiches de recommandations de traitement des principales affections bactériennes non opposables et pour chaque espèce que les organisations techniques vétérinaires (Association française des vétérinaires pour animaux de compagnie [Afvac], Association vétérinaire équine française [Avef], Société nationale des groupements techniques vétérinaires [SNGTV]) mettront à la disposition des professionnels après validation par l’Anses.

Les antiseptiques peuvent également induire des phénomènes de résistance acquise dans les populations bactériennes exposées et ralentir le processus de cicatrisation par leur action cytotoxique sur les cellules en croissance. Il est donc recommandé d’adapter leur utilisation (produits utilisés et durée) au risque infectieux [4].

DÉTECTER PRÉCOCEMENT LES ANIMAUX INFECTÉS OU COLONISÉS

Une infection par les SPRM peut être suspectée dans les circonstances suivantes [5] :

– lors de contact avec un animal connu pour être colonisé par les SPRM ;

– des plaies ne guérissant pas après un traitement antibiotique de première intention ;

– des infections nosocomiales ou secondaires, notamment chez des individus immunodéprimés ou hospitalisés sur de longues périodes ;

– des infections profondes ou septicémiques.

En présence d’un cas suspect, les analyses bactériologiques doivent être effectuées le plus rapidement possible dans un laboratoire compétent pour identifier les S. pseudintermedius et évaluer leur résistance à la méticilline.

Avant toute intervention chirurgicale, lors de suspicion d’une infection cutanée, un examen cytologique peut être réalisé. Chez les animaux à risque (ayant été porteurs ou en contact avec un individu porteur de SPRM), des analyses bactériologiques sur écouvillonnages nasaux et périnéaux ou de lésions cutanées sont recommandées.

PRÉVENIR LES INFECTIONS

1. Mesures d’hygiène générales

Des mesures d’hygiène simples permettent de limiter la transmission des agents pathogènes. Elles sont résumées sur un poster rédigé à l’intention de tout le personnel soignant par la Federation of European Companion Animal Veterinary Associations (Fecava)(1) [3].

Désinfection des mains entre chaque animal

En milieu hospitalier, l’hygiène des mains a été un des facteurs déterminants dans la baisse des infections nosocomiales durant les années 2000 [2]. En effet, un contact même rapide peut induire une contamination des mains du personnel soignant, tandis que la durée du contact détermine en partie la charge bactérienne de contamination [7]. Dans une étude effectuée aux États-Unis dans 18 hôpitaux vétérinaires, seulement 41,7 % des auxiliaires vétérinaires se lavent régulièrement les mains entre chaque animal et le plus fréquemment avec du savon (84,6 % des cas) [20]. De même, une enquête réalisée auprès de 1 300 vétérinaires spécialisés en chirurgie révèle que 80 % des répondants utilisent des savons désinfectants et très peu la friction hydro-alcoolique [26].

La désinfection des mains par lavage chirurgical ou friction hydro-alcoolique est réalisée en respectant des procédures adaptées (volume de produit, durée, étapes), connues et mises en œuvre par le personnel soignant (photos 1 et 2) [1, 5, 7]. Le choix du produit prend en compte son activité résiduelle, son aspect pratique et son innocuité. La supériorité de l’efficacité des solutions hydro-alcooliques par rapport aux savons désinfectants est démontrée et, de plus, celles-ci entraînent moins d’effets indésirables [27]. Leur application doit être précédée d’un lavage en cas de souillure visible des mains, ou de contamination possible par des spores ou des parasites. Un aménagement interne adapté permet au personnel de la clinique de ne pas contaminer les équipements ni les zones de contacts fréquents (portes, etc.) avant le nettoyage et la désinfection des mains. La présence de gels désinfectants dans la salle d’attente sensibilise la clientèle aux mesures d’hygiène et illustre les mesures prises au sein de la clinique.

Hygiène du personnel et équipements de protection individuels

Les vêtements du personnel des cliniques vétérinaires peuvent être contaminés, principalement au niveau des poignets et des poches [22]. La contamination survient dès les premières heures de leur utilisation [21]. Les tenues sont changées régulièrement, en fonction du risque biologique, et lavées à une température supérieure à 60 °C. Les manches courtes sont recommandées.

Les instruments personnels utilisés de manière commune en clinique tels que les stéthoscopes sont très souvent le support d’agents pathogènes et doivent être désinfectés très régulièrement [13, 19].

Nettoyage et désinfection de l’environnement et des équipements

Un plan de nettoyage et de désinfection doit être formalisé et adapté au risque (opérations journalières, hebdomadaires, etc.). La désinfection est effectuée avec des produits dont l’efficacité sur les staphylocoques a été démontrée et selon des procédures adaptées (photo 3). Des sprays antibactériens réservés à chaque pièce permettent de désinfecter rapidement, en l’absence de souillure, les locaux et les équipements entre chaque animal. Les lieux d’accumulation d’agents pathogènes sont éliminés ou protégés (bois, tissus, claviers des ordinateurs, etc.). Des dispositifs de purification de l’air ambiant portatifs ou permanents peuvent être utilisés dans certaines zones de la clinique. Cependant, en routine, l’application d’un produit détergent-désinfectant sur les surfaces est généralement considérée comme suffisante pour la maîtrise de la contamination environnementale [2]. L’efficacité du nettoyage peut être évaluée par des contrôles microbiologiques réguliers.

Gestion des déchets et des effluents

Les déchets et les effluents doivent circuler selon le principe de la marche en avant de manière à maîtriser le risque de contaminations croisées.

2. Prévention des infections chirurgicales

Les mesures préventives visent à limiter les risques de contamination liés à la flore endogène de l’animal, au personnel en contact avec lui et à l’environnement de la salle de chirurgie ou de la clinique.

→ Plusieurs facteurs peuvent augmenter le danger d’infection post­opératoire [9, 14, 21, 31] :

– l’état général de l’animal : infection, hypotension, hypothermie, endocrinopathie, immunosuppression ;

– la durée de l’anesthésie : chaque heure d’anesthésie augmente de 30 % le risque infectieux ;

– la technique opératoire : plus elle est délabrante, plus le risque augmente car les tissus nécrosés peuvent être un support pour des bactéries ;

– le type de chirurgie : le risque d’infection postopératoire est accrû lors de chirurgies dites “propres-contaminées” (comme une perforation digestive sur un corps étranger), par rapport à des chirurgies “propres” (chirurgie cutanée, par exemple) ;

– la tonte préopératoire : réaliser la tonte plus de 4 heures avant l’incision cutanée augmente le risque infectieux. Il est donc conseillé de l’effectuer juste avant l’intervention chirurgicale ;

– le nombre de personnes dans la salle d’opération : le risque infectieux peut augmenter jusqu’à 30 % par personne supplémentaire ;

– l’utilisation du propofol comme agent inducteur anesthésique, lors de sa conservation après ouverture, car l’émulsion lipidique dans laquelle il est véhiculé est un milieu favorable à la croissance des micro-organismes ;

– d’une manière générale, toute plaie non protégée par un pansement présente un danger de contamination par l’environnement de la clinique (photo 4).

→ L’antibioprophylaxie n’est pas recommandée pour les chirurgies de convenance, mais elle l’est dans les chirurgies propres contaminées, contaminées ou sales. Son utilisation lors d’opérations chirurgicales orthopédiques est indispensable, notamment si un implant est mis en place (prothèse, plaque, vis, etc.). Elle est efficace à condition d’atteindre une concentration bactéricide dans les tissus au moment de l’incision, ce qui requiert la réalisation de l’injection 30 minutes à l’heure avant l’incision. Les céphalosporines de première génération sont les plus souvent recommandées à une concentration de 20 mg/kg par voie intraveineuse (IV) et elles doivent être renouvelées toutes les 2 heures pendant que la plaie est ouverte [31]. Depuis l’arrêt de la commercialisation de la céfalexine IV, aucune céphalosporine vétérinaire administrable par cette voie n’est disponible et un consensus sur le protocole le plus adapté serait à définir. L’antibioprophylaxie ne devrait pas être poursuivie plus de quelques heures après la fermeture de la plaie, mais relayée par une thérapeutique antidouleur adaptée.

→ À la différence des biofilms formés par les SARM, ceux développés par les SPRM ne seraient pas sensibles à la clarithromycine, qui a été envisagée pour inhiber la contamination des implants orthopédiques [10]. Certains auteurs suggèrent de plus que l’altération, même minime, de la surface des implants peut favoriser le développement des biofilms.

GÉRER LES CAS CLINIQUES

1. Gestion des animaux colonisés ou infectés

Traitement des animaux infectés

→ Les traitements doivent être adaptés à chaque cas, en prenant en compte le type et la sévérité de l’infection, l’état général de l’animal, la sensibilité de la souche aux antibiotiques et la présence éventuelle de maladies associées. La virulence des souches résistantes à la méticilline ne serait pas différente de celle des souches sensibles [12].

Les traitements topiques sont à privilégier car ils permettent d’atteindre des concentrations plus élevées sur le site de l’infection. Dans la mesure du possible, les solutions alternatives aux antibiotiques sont préférées. Les shampoings antiseptiques à la chlorhexidine semblent les plus efficaces, même si des études cliniques complémentaires seraient nécessaires pour objectiver ces résultats in vivo et déterminer les fréquences d’utilisation adaptées [24, 32]. Les lésions localisées peuvent être traitées par un spray à la chlorhexidine, un gel de peroxyde de benzoyle ou une application d’acide fusidique, à condition d’en vérifier l’efficacité par un antibiogramme. Ces soins sont pratiqués deux fois par jour jusqu’à la rémission des symptômes, mais, dans tous les cas, le traitement doit être le plus court possible. Des approches thérapeutiques nouvelles comme la vaccination contre les agents pathogènes des pyodermites ou le recours aux bactériophages ont également un intérêt pour la maîtrise des infections par SPRM [25].

→ Lorsqu’un traitement antibiotique systémique est institué, il est d’autant plus important de s’assurer des doses et d’une durée de traitement adaptées et de l’observance des propriétaires. Parmi les antibiotiques les plus souvent décrits comme actifs figurent les tétracyclines, la clindamycine, la rifampicine et le chloramphénicol [12]. Une association d’antibiotiques peut se justifier lorsque les conditions d’accès des molécules au sein du tissu sont difficiles (endocardites, infections osseuses, etc.).

Bien que la doxycyline soit active sur des souches résistantes à la tétracycline, il est déconseillé de l’administrer dans ce cas. En effet, l’utilisation d’antibiotiques pour le traitement des infections à SPRM ou à SARM doit prendre en compte le risque de sélection de résistances supplémentaires par la souche impliquée [29]. La sélection, sous traitement, de mutants résistants dépend des paramètres pharmacodynamiques de l’antibiotique, donc des molécules employées. Ainsi, des souches résistantes à la rifampicine ont été mises en évidence aux Pays-Bas à partir de 10 chiens, dont 9 avaient été traités avec cette molécule sur la base d’un antibiogramme catégorisant la souche comme sensible à cet antibiotique [17]. Certains antibiotiques d’importance critique en médecine humaine comme la vancomycine, le linézolide ou la teicoplanine ne doivent pas être utilisés chez l’animal.

Décolonisation

Dans certains cas, une décolonisation active peut être considérée comme nécessaire, notamment en cas de risque de transmission à l’homme (populations à risque d’infection) ou avant une intervention chirurgicale. Elle peut consister en des shampoings réguliers de chlorhexidine (une ou deux fois par semaine), malgré le peu d’informations disponibles concernant leur efficacité sur la décolonisation des animaux. En revanche, les traitements antibiotiques, dont l’efficacité sur la décolonisation n’a pas non plus été prouvée, sont déconseillés car ils pourraient représenter un risque de sélection de résistances additionnelles.

2. Isolement des animaux infectés

Les individus infectés ou colonisés sont des réservoirs. Leurs contacts avec les autres animaux ou avec des équipements susceptibles de véhiculer les agents pathogènes doivent ainsi être limités :

– lors des consultations : ils sont transférés directement en salle de consultation, sans passer par la salle d’attente. Après leur passage, les locaux sont nettoyés et désinfectés à l’aide d’un produit actif sur les staphylocoques ;

– en cas d’hospitalisation : les individus infectés ou colonisés sont hospitalisés aussi loin que possible des autres animaux, et éventuellement isolés dans un local spécifique, et pris en charge à la fin du circuit de soins. Le personnel soignant dédié à ces cas est limité au strict nécessaire, et utilise des gants et des surtenues en plastique jetables (photo 5). Des instruments spécifiques sont réservés à ces animaux, puis désinfectés après leur départ.

3. Gestion des produits issus des animaux infectés

Les cadavres et les pièces anatomiques des animaux infectés sont placés le plus rapidement possible dans un sac imperméable doublé, puis stockés dans une chambre froide adaptée avant incinération. Les linges, équipements contaminés et matériels orthopédiques retirés sont traités à part des autres équipements. Les linges contaminés sont désinfectés dans une solution d’eau de Javel pendant 10 à 15 minutes avant le lavage à la machine.

4. Information des propriétaires et suivi

Des recommandations sont données au propriétaire sur les mesures d’hygiène à adopter pour éviter la dissémination des bactéries dans l’environnement ou la contamination d’autres animaux ou d’êtres humains (notamment en cas de contamination par un SARM ou de facteurs favorisants tels qu’une immunodépression). Le suivi de la colonisation peut alors être envisagé avec le propriétaire.

SURVEILLER ET GÉRER LES INFECTIONS NOSOCOMIALES

1. Suivi des résultats d’analyses bactériologiques

Les résultats des analyses bactériologiques doivent être centralisés afin de détecter d’éventuels clones responsables d’infections nosocomiales. Cette surveillance passive permet de déceler de manière précoce l’implication d’un même agent pathogène et pour plusieurs cas cliniques d’infection, ainsi que d’éventuels changements de profil épidémiologique ou d’antibiorésistance. La surveillance des infections postopératoires devrait être fondée sur des critères précis et universels pour les caractériser (superficielles versus profondes, incisionnelles, etc.) [21].

2. Enquête approfondie

Lorsqu’un agent pathogène particulier semble poser problème au sein de l’établissement, la contamination des locaux (sols, tables, cages, etc.) et des équipements (matériel d’anesthésie, stéthoscopes, endoscopes, etc.) doit être évaluée de manière à identifier les zones et les pratiques à risque, et à orienter au besoin les opérations de nettoyage et de désinfection.

Les investigations épidémiologiques prennent en compte la typologie des infections détectées, la distribution des cas et les agents pathogènes impliqués (origine environnementale ou endogène), notamment lorsque des bactéries inhabituelles (Serratia sp. ou Moraxella sp., par exemple) sont impliquées [21].

Le dépistage des SPRM sur le personnel, non nécessaire en routine, peut faire partie des investigations épidémiologiques. Les résultats de ce dépistage doivent cependant être interprétés de façon prudente, en respectant les règles de confidentialité et du Code du travail, en fonction de l’ensemble des données épidémiologiques disponibles et en faisant la différence entre une réelle colonisation et une contamination transitoire.

3. Désinfection approfondie

À la suite de l’enquête, un nettoyage complet des locaux est associé à la désinfection des surfaces par voie aérienne. L’ensemble du personnel est informé des résultats de cette étude et des mesures correctives sont mises en place afin de prévenir de nouvelles contaminations.

ÉLABORER DES PROCÉDURES

Des procédures internes spécifiques à chaque clinique, gérées par un référent préalablement identifié au sein de la structure vétérinaire et connues de l’ensemble du personnel, concernent :

– les différents points critiques pour la maîtrise des infections par les SPRM ou les SARM ;

– les informations à donner aux propriétaires sur les mesures particulières de gestion des animaux.

Le référent de la structure coordonne la surveillance passive de la contamination. Pour la surveillance active des animaux touchés, il collabore avec les autres cliniciens pour identifier les causes de l’infection et les facteurs de risque associés afin d’adapter les procédures lorsque nécessaire [16].

Conclusion

Bien que la maîtrise des infections par les SPRM repose sur des méthodes simples, elle reste un enjeu de taille pour la médecine vétérinaire, à l’instar des difficultés rencontrées en médecine humaine il y a quelques années. Ainsi, la profession vétérinaire pourrait sans doute profiter de l’expérience acquise en milieu médical humain sur les plans technique et organisationnel, notamment concernant les missions des centres de coordination de la lutte contre les infections nosocomiales (CCLIN) et des comités d’hygiène hospitalière.

Références

  • 1. Anonyme. Recommandations pour l’hygiène des mains (http://www.sf2h.net/publications-SF2H/SF2H_recommandations_hygiene-des-mains-2009.pdf). Éd. SFHH. 2009:240p.
  • 2. Anonyme. Désinfection des locaux des établissements de soins (http://www.cclin-sudouest.com/recopdf/desinfection_locaux_def_02122010.pdf). Éd. CCLIN sud-ouest. 2010:84p.
  • 3. Anonyme. Recommandations pour l’hygiène et le contrôle des infections dans les établissements de soins vétérinaires. Fecava working group on hygiene and the use of antimicrobials in veterinary practice (http://www.afvac.com/img/upload/0/0/3/1756_fecava_F%20311.pdf). Ed. Fecava. 2010:1p.
  • 4. Anonyme. Le bon usage des antiseptiques pour la prévention du risque infectieux chez l’adulte. Éd. CCLIN sud-ouest. 2013:32p.
  • 5. Anonyme. Meticillin-resistant staphylococci in companion animals (https://www.bsava.com/Resources/MRSA.aspx). Ed. BSAVA. 2013.
  • 6. Anonyme. Évaluation des risques d’émergence d’antibiorésistances liées aux modes d’utilisation des antibiotiques dans le domaine de la santé animale. Éd. Anses. 2014:218p.
  • 7. Baudin C. Prévention des infections nosocomiales au centre hospitalier universitaire vétérinaire d’Alfort : étude bibliographique, évaluation expérimentale de l’hygiène des mains et rédaction de recommandations concernant l’hygiène des mains. Thèse de doctorat vétérinaire. 2012:131p.
  • 8. Beck KM, Waisglass SE, Dick HL et coll. Prevalence of meticillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius (MRSP) from skin and carriage sites of dogs after treatment of their meticillin-resistant or meticillin-sensitive staphylococcal pyoderma. Vet. Dermatol. 2012;23:369-375.
  • 9. Brown DC. Wound infection and antimicrobial use. In: Veterinary surgery: Small animals. Ed. Elsevier Saunders, St Louis. 2012:135-139.
  • 10. Dicicco M, Neethirajan S, Singh A et coll. Efficacy of clarithromycin on biofilm formation of methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius. BMC Vet. Res. 2012;21 (8):225.
  • 11. Faires MC, Traverse M, Tater KC et coll. Methicillin-resistant and -susceptible Staphylococcus aureus infections in dogs. Emerg. Infect. Dis. 2010;16:69-75.
  • 12. Frank LA, Loeffler A. Meticillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius: clinical challenge and treatment options. Vet. Dermatol. 2012;23:283-291.
  • 13. Fujita H, Hansen B, Hanel R. Bacterial contamination of stethoscope chest pieces and the effect of daily cleaning. J. Vet. Intern. Med. 2013;27:354-358.
  • 14. Gallagher AD, Mertens D. Implant removal rate from infection after tibial plateau leveling osteotomy in dogs. Vet. Surg. 2012;41:705-711.
  • 15. Guaguere E. Référentiel d’utilisation des antibiotiques pour une prescription raisonnée en dermatologie canine. Bull. Acad. Vet. France. 2012;165:113-118.
  • 16. Guardabassi L. Veterinary hospital-acquired infections: the challenge of MRSA and other multidrug-resistant bacterial infections in veterinary medicine. Vet. J. 2012;193:307-308.
  • 17. Kadlec K, van Duijkeren E, Wagenaar JA et coll. Molecular basis of rifampicin resistance in methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius isolates from dogs. J. Antimicrob. Chemother. 2011;66:1236-1242.
  • 18. Keck N, Madec JY, Dunie-Merigot A et coll. Infections nosocomiales par des staphylocoques multirésistants dans une clinique vétérinaire. Point Vét. 2013;342:12-16.
  • 19. KuKanich KS, Ghosh A, Skarbek JV et coll. Surveillance of bacterial contamination in small animal veterinary hospitals with special focus on antimicrobial resistance and virulence traits of enterococci. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2012;240:437-445.
  • 20. Nakamura RK, Tompkins E, Braasch EL et coll. Hand hygiene practices of veterinary support staff in small animal private practice. J. Small Anim. Pract. 2012;53:155-160.
  • 21. Nichols RL. Preventing surgical site infections: a surgeon’s perspective. Emerg. Infect. Dis. 2001;7 (2):220-224.
  • 22. Singh A, Walker M, Rousseau J et coll. Methicillin-resistant staphylococcal contamination of clothing worn by personnel in a veterinary teaching hospital. Vet. Surg. 2013;42 (6):643-648.
  • 23. Soares Magalhães RJ, Loeffler A, Lindsay J et coll. Risk factors for methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) infection in dogs and cats: a case-control study. Vet. Res. 2010;41:55.
  • 24. Valentine BK, Dew W, Yu A et coll. In vitro evaluation of topical biocide and antimicrobial susceptibility of Staphylococcus pseudintermedius from dogs. Vet. Dermatol. 2012;23:493-495.
  • 25. van Duijkeren E, Catry B, Greko C et coll. Review on methicillin-resistant Staphylococcus pseudintermedius. J. Antimicrob. Chemother. 2011;66:2705-2714.
  • 26. Verwilghen D, Grulke S, Kampf G. Presurgical hand antisepsis: concepts and current habits of veterinary surgeons. Vet. Surg. 2011;40:515-521.
  • 27. Verwilghen DR, Mainil J, Mastrocicco E et coll. Surgical hand antisepsis in veterinary practice: evaluation of soap scrubs and alcohol based rub techniques. Vet. J. 2011;190:372-377.
  • 28. Weese JS, Faires MC, Frank LA et coll. Factors associated with methicillin-resistant versus methicillin-susceptible Staphylococcus pseudintermedius infection in dogs. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2012;240:1450-1455.
  • 29. Weese JS, Van Duijkeren E. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus and Staphylococcus pseudintermedius in veterinary medicine. Vet. Microbiol. 2010;140:418-429.
  • 30. Wieler LH, Ewers C, Guenther S et coll. Methicillin-resistant staphylococci (MRS) and extended-spectrum beta-lactamases (ESBL)-producing Enterobacteriaceae in companion animals: nosocomial infections as one reason for the rising prevalence of these potential zoonotic pathogens in clinical samples. Int. J. Med. Microbiol. 2011;301:635-641.
  • 31. Wosar M. Preventing infection in orthopedic surgery. Proceedings of the North American Veterinary Conference, Orlando. 2007:929-931.
  • 32. Young R, Buckley L, McEwan N et coll. Comparative in vitro efficacy of antimicrobial shampoos: a pilot study. Vet. Dermatol. 2012;23:36-40.

Conflit d’intérêts

Aucun.

Points forts

→ L’hygiène des mains est un des facteurs déterminants pour maîtriser les infections nosocomiales. La friction hydro-alcoolique est le protocole le plus efficace.

→ L’utilisation raisonnée des antibiotiques permet de limiter l’émergence et la diffusion des clones multirésistants.

→ Les animaux contaminés ou colonisés par les Staphylococcus pseudintermedius doivent être détectés précocement et pris en charge de manière à limiter leurs contacts avec d’autres animaux ou avec les équipements de la clinique (en consultation et en hospitalisation).

→ Les animaux infectés peuvent être traités, avec un nombre limité de molécules, en privilégiant les médicaments topiques lorsque cela est possible.

→ Les résultats des analyses bactériologiques doivent être centralisés afin de détecter d’éventuelles infections nosocomiales.

1. Lavage des mains avec du savon désinfectant.

2. Friction des mains avec un gel hydro-alcoolique. Protocole le plus rapide et efficace de maîtrise de la contamination bactérienne cutanée.

3. Désinfection d’instruments de cœlioscopie dans une solution de glutaraldéhydes (trempage 30 minutes avant l’intervention).

4. Pansement collé sur le point de sortie d’un drain thoracique avant la mise en place d’un bandage sur l’ensemble du thorax : prévention de la contamination de plaies par l’environnement.

5. Équipement de protection jetable lors de manipulation d’un animal porteur d’une bactérie multirésistante.

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Aussi bien destiné au vétérinaire, qu’à l’étudiant ou au personnel soignant, cet ouvrage vous apportera toutes les bases nécessaires à la consultation des NAC. Richement illustré de plus de 350 photos, doté de compléments internet vous permettant de télécharger des fiches d’examen et des fiches synthétiques par espèces, ce livre est indispensable pour débuter et progresser en médecine et chirurgie des NAC.
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