Le point Vétérinaire Canin n° 348 du 01/09/2014
 

MÉDECINE PRÉVENTIVE NAC

Article de synthèse

Frédéric Vlaemynck*, Céline Depas**, Émilie Tessier***


*Cliniques vétérinaires CaduVet
Parc Eurasanté
57, rue Salvador-Allende
59120 Lille-Loos

Avant qu’elles ne prennent plus d’ampleur, bon nombre d’affections et d’erreurs environnementales peuvent être détectées grâce à un bilan de santé précoce. La demande de la clientèle pour cette médecine préventive est en constante augmentation.

Résumé

→ La visite annuelle chez un vétérinaire ou lors de l’achat d’un oiseau est une étape clé dans le processus d’adoption. Elle permet d’aborder les modalités de l’acquisition, de vérifier les conditions de maintenance, avec notamment l’organisation de la cage et l’alimentation donnée, et de prévenir les troubles comportementaux liés à un environnement hypostimulant. L’examen clinique fournit un premier aperçu de l’état de santé de l’animal et doit être complété par des examens complémentaires : prise de sang et écouvillons pour le dépistage de certaines affections, analyse de selles pour une évaluation de la flore digestive ou encore des clichés radiographiques.

Summary

Health check for Psittaciformes

→ The annual visit to a veterinarian or when buying a bird is a key step in the adoption process. During the consultation, the terms of the acquisition can be verified, the maintenance conditions checked, including the organisation of the cage and the food provided, and methods to prevent behavioural disorders associated with a hypostimulant environment. Clinical examination provides an initial overview of the health status of the animal and must be supplemented by ancillary tests: blood and swabs samples for the detection of certain diseases, faecal analysis for the evaluation of the intestinal flora or radiographs.

Key words

Exotic pets, Psittaciformes, preventive medicine

Le bilan de santé d’un psittaciforme peut embarrasser un vétérinaire peu habitué aux oiseaux. Cependant, l’absence de cette consultation préventive chez le jeune animal ou de sa reconduite annuelle conduit parfois, quelques mois, voire quelques années plus tard, à une consultation d’urgence plus complexe où le pronostic vital de l’animal est engagé. Bien qu’il requière une démarche précise et rigoureuse, ce service nécessite peu de matériel spécifique et sa mise en place dès le plus jeune âge (chez un animal souvent docile) le rend accessible à tout vétérinaire.

COMMÉMORATIFS

La consultation commence avec le recueil des commémoratifs (conditions de vie, antécédents médicaux de l’animal, bilan de santé antérieur, etc.), laissant le temps à l’oiseau de se calmer, après le stress du transport.

Nombre d’affections des psittaciformes sont liées à leur environnement, à leurs conditions de maintenance et à leur alimentation, d’où l’importance de ce recueil.

1. Acquisition

Le lieu, la date, le sexe et l’âge de l’animal sont à demander, ainsi que les tests de dépistage effectués (par exemple, dépistages de la chlamydiose aviaire, de la circovirose aviaire, ou maladie du bec et des plumes, de la polyomavirose, de la bornavirose aviaire, ou maladie de dilatation du proventricule, etc.). Pour ces examens, il convient de relever la technique de laboratoire utilisée, pour juger de sa fiabilité, et la date de réalisation pour estimer les risques de contamination ultérieure avant acquisition. En cas de possession d’autres animaux, le recueil des différentes espèces, de leur dépistage et de leurs antécédents médicaux est nécessaire. Les modalités du sevrage sont à détailler (âge de transition, type d’aliments, température et fréquence des repas si élevage à la main) [13].

2. Environnement

Une bonne qualité de l’air est primordiale dans l’environnement des oiseaux. Un accès direct à la cuisine est donc à éviter, tout autant que la présence de fumeurs, d’une cheminée, d’encens, etc. Les courants d’air et les variations brusques de température sont également à bannir. De plus, l’exposition à un spectre lumineux complet (non seulement le spectre visible, mais également les UVA et UVB), disponible avec un accès extérieur ou des lampes adaptées, stimule l’immunité et le comportement. Un nycthémère physiologique est à respecter. Enfin, un environnement calme doit être recréé, à l’écart de toute source de stress potentielle (pièce bruyante, chien qui aboie, enfant en bas âge). La cage est à considérer comme un abri pour l’animal. Il doit pouvoir exprimer son comportement en dehors de celle-ci pour son bon épanouissement (accès sur une pièce réservée, sur un arbre d’éveil) (photo 1) [13].

3. Cage

La cage doit comporter des éléments indispensables (gamelles, perchoirs, jouets) qui, mal choisis, se révèlent parfois dangereux (tableau 1). Certains de ces objets, notamment les cloches, les miroirs et les jouets en métal, peuvent être recouverts d’une surface galvanisée en zinc, facilement accessible pour un bec crochu. De même, il convient de prêter attention aux jouets et aux gamelles peints qui sont susceptibles de contenir du plomb ou des composants non alimentaires. En plus des risques toxiques, les miroirs engendrent parfois une stimulation sexuelle pouvant être la cause d’affections de la reproduction (ponte trop fréquente, rétention d’œuf, etc.) [12].

4. Alimentation

Les mélanges de graines pour perroquets, largement répandus en animalerie, sont carencés en plus de trente vitamines et minéraux indispensables, ainsi qu’en acides aminés. Ils contiennent, à l’inverse, d’autres composés largement en excès tels que des lipides [3]. Sur le plan qualitatif, leur composition est instable dans le temps et connaît une dégradation des teneurs en nutriments essentiels. De plus, ils ne sont pas toujours indemnes de parasites et d’éléments fongiques (aspergillose, mycotoxines, etc.). Avec le temps, une maladie de malnutrition s’installe, aggravée par le tri de l’oiseau, qui préfère souvent le tournesol et l’arachide [8]. Pour une alimentation équilibrée, des aliments complets comme des extrudés sont recommandés (par exemple, Harrison®, Kaytee®), associés à un apport journalier de fruits, de légumes frais et de graines germées (encadré 1). La composition et les quantités journalières de ces extrudés varient en fonction de l’espèce (20 à 30 g pour un gris du Gabon). Quelques fruits secs et graines peuvent être exceptionnellement donnés comme récompenses lors d’efforts musculaires ou cérébraux importants.

Pour les jeunes vendus non sevrés (pratique à déconseiller car des troubles comportementaux peuvent en découler, et les soins de nourrissage demeurent complexes et risqués pour des personnes inexpérimentées), les nourrissages reposent sur une alimentation liquide adaptée et de bonne qualité, à une température d’administration précise (38 à 39 °C, à vérifier avec un thermomètre). Tout écart de température entraîne un risque de régurgitions ou de brûlures. L’aliment est donné jusqu’à un remplissage raisonnable du jabot. Les propriétaires doivent savoir palper celui-ci, afin d’être en mesure de déterminer l’heure du prochain repas, qui a lieu après que sa vidange soit bien engagée. Au fur et à mesure de la croissance de l’animal, les repas sont espacés et progressivement une alimentation sèche est introduite. La période de la transition alimentaire varie d’une espèce à l’autre, par exemple aux alentours du cinquième mois chez le gris du Gabon [13].

EXAMEN CLINIQUE

L’examen clinique d’un oiseau se décompose en deux parties : un examen à distance en premier lieu, suivi, si l’état de l’animal le permet, d’un examen rapproché avec contention.

1. Examen à distance

L’examen à distance permet d’évaluer non seulement l’animal, mais aussi son environnement. La présence de la cage de vie, ou, à défaut, de celle du transport, permet de connaître les matériaux au contact de l’oiseau, ainsi que l’aspect des déjections des dernières 24 heures. La forme, le volume, la couleur et la consistance de ces dernières (urines, urates et selles) sont à noter afin de détecter une éventuelle anomalie (tableau 2). Les propriétaires doivent donc être avertis de ne pas laver le fond de la cage le jour qui précède la consultation [3].

L’observation de l’animal permet d’apprécier son état de vigilance, l’existence de difficultés respiratoires (bec ouvert, mouvements de la queue, dilatation des sacs aériens), sa position (yeux mi-clos, dos rond) ou encore le plumage (picage, déformation, décoloration, plumage ébouriffé) (photos 2a et 2b) [14].

Cette première étape permet d’identifier rapidement les premières anomalies présentes, d’évaluer la sévérité du trouble et d’orienter l’examen clinique rapproché, si toutefois la contention est réalisable.

2. Contention

Afin que l’oiseau n’associe pas le stress de l’examen à son propriétaire et que ce dernier ne coure aucun danger, la contention de l’oiseau s’effectue le plus souvent avec un assistant. L’oiseau est alors enroulé dans une serviette, les ailes plaquées le long du corps, les pattes tenues dans une main, pendant que la tête est maintenue en arrière du bec, par le pouce et l’index du manipulateur (photo 3) [14].

Pour les grands psittaciformes, dans les très rares cas où l’oiseau est parfaitement apprivoisé, la contention peut s’effectuer avec l’aide du propriétaire. Ce dernier maintient son animal debout sur la table, les mains de part et d’autre de son corps, tout en le rassurant, pendant que le vétérinaire réalise son examen clinique. Dans tous les cas, l’examen doit être conduit dans un court laps de temps (un quart d’heure au maximum) pour prévenir tous risques pour l’animal. Le recours à la sédation est envisageable pour faciliter cet examen clinique et la réalisation des examens complémentaires (par exemple, inoculation intranasale d’un mélange de midazolam et de butorphanol). Pour les petits psittacidés animaux exotiques, une contention est réalisable au creux de la main, en positionnant le cou de l’animal entre l’index et le majeur (photo 4) [14].

Avant de saisir l’animal, il convient de s’assurer qu’il est en état d’être maintenu (espèces très sensibles au collapsus cardiorespiratoire). Les principales règles de contre-indication de la saisie d’un oiseau concernent surtout les détresses respiratoires, les états de choc et les faiblesses extrêmes (encadré 2) [13].

3. Examen rapproché

L’examen rapproché comprend une inspection générale du corps, une palpation et une auscultation cardiorespiratoire et la pesée de l’animal.

Inspection

Lors de l’inspection sont à inspecter (sous un bon éclairage et au besoin à l’aide de dispositifs grossissants tels que des loupes chirurgicales) :

– le plumage ;

– l’état de déshydratation ;

– la tête, les yeux et les narines ;

– le cloaque ;

– la glande uropygienne ;

– les ailes ;

– les pattes (encadré 3, photos 5a et 5b)

Palpation

La palpation du corps commence avec celle du jabot, pour vérifier sa vidange, les signes d’impaction, de traumatismes (mutilation, brûlure) ou de douleur. Celle du bréchet et des muscles pectoraux est nécessaire pour apprécier l’état corporel de l’oiseau. Bien que rarement informative en raison du peu d’espace disponible, la palpation de la cavité cœlomique peut permettre de détecter des anomalies comme une ascite ou une masse abdominale (organomégalie, rétention d’œuf) [14].

Auscultation

L’auscultation donne une première appréciation des fonctions cardiaque et respiratoire. Le stéthoscope pédiatrique est l’outil idéal. Les poumons sont écoutés sur la face dorsale de l’animal. Si un léger souffle au passage de l’air n’a rien d’anormal, en revanche, la présence de craquements ou de sifflements indique un trouble respiratoire sous-jacent. Les sacs aériens abdominaux et thoraciques s’auscultent aussi facilement. Les principaux bruits respiratoires anormaux sont le plus souvent associés à des rhinolithes, à des sinusites, à des sténoses trachéales ou encore à des affections des sacs aériens.

L’auscultation cardiaque se réalise de part et d’autre de la région pectorale. L’apex du cœur est écouté en plaçant le stéthoscope juste en arrière du sternum au niveau de l’abdomen ventral [3, 4].

EXAMENS COMPLÉMENTAIRES

1. Analyse de selles

L’analyse de selles peut s’effectuer sur un écouvillon cloacal ou des fientes fraîches.

L’examen direct entre lame et lamelle avec du sérum physiologique à la température de l’oiseau permet de rechercher la présence de parasites internes : helminthes et protozoaires (coccidioses, giardiose) principalement.

La coloration de Gram, bien que ne permettant pas de mettre en évidence des bactéries pathogènes (à la différence d’une coproculture) donne un aperçu de l’état de santé de l’oiseau. En effet, chez les psittaciformes, un animal sain dont le régime alimentaire est approprié présente une population bactérienne fécale largement dominée par les bactéries à Gram positif (> 90 %), tandis que le profil bactérien fécal d’un oiseau victime de malnutrition, ou d’une maladie digestive ou systémique est modifié (augmentation de la quantité de bacilles à Gram négatif, devenant majoritaires). Des éléments cellulaires (leucocytes, cellules épithéliales) ou fongiques (macrorhabdus spp., aspergillus spp., candida spp., etc.) peuvent également être retrouvés. Avant de certifier leur pathogénicité, les résultats doivent être interprétés en tenant compte de l’alimentation et de l’environnement. En effet, dans certains nutriments, notamment ceux pour les jeunes oiseaux, ou issus de l’alimentation humaine (pain, biscuits, etc.), des levures sont présentes, susceptibles de se retrouver dans les selles [3].

La présence de sang occulte est à rechercher à l’aide de tests rapides prêts à l’emploi (Hemo-FEC®).

2. Autres écouvillons

Les selles ne sont pas le seul support intéressant pour une analyse microscopique. Des observations de lames réalisées à partir d’écouvillons du jabot ou des choanes peuvent également se révéler très instructives. La présence d’agents infectieux pathogènes se visualise sur un simple étalement frais ou une coloration (écouvillon humidifié effectué sur des placards blanchâtres buccaux avec, après observation entre lame et lamelle, des éléments spiralés mobiles identifiés comme des protozoaires du genre Trichomonas).

3. Examen radiographique

Un cliché radiographique du corps complet de l’animal permet une appréciation des différents organes internes. Afin de respecter les règles de radioprotection, de prévenir tout traumatisme et d’obtenir un positionnement parfait, il est réalisé sous anesthésie gazeuse (isoflurane, sévoflurane). Cet examen est très utile pour un bilan d’acquisition.

Pour le cliché de face, l’oiseau est maintenu sur le dos, les ailes écartées de chaque côté et les pattes bien droites. Pour le profil, l’oiseau est positionné sur le côté droit afin de limiter la vision du proventricule situé à gauche, les ailes parallèles l’une sur l’autre caudalement au corps (photos 6 et 7) [2, 9].

Les principales anomalies radio-visibles sont une organomégalie (hépatomégalie, dilatation du proventricule), une microcardie (déshydratation) et des striures des sacs aériens ou, à l’inverse, leur comblement lors d’aérosacculite [9].

Une athérosclérose (dépôt de lipides sur la paroi des artères entraînant leur sclérose, conséquence d’une alimentation déséquilibrée) est parfois visible à l’examen radiographique [1]. La densité de la silhouette cardiaque est augmentée et la radio-opacité des poumons s’accroît au fur et à mesure de leur congestion. Dans les stades avancés, les parois des vaisseaux, principalement l’aorte et les artères brachiocéphaliques, deviennent à leur tour plus radio-opaques. Les vaisseaux cardiaques élargis, secondairement à la congestion pulmonaire, voire systémique, peuvent être aisément différenciés sur le profil [9].

4. Analyses sanguines

Le dernier examen complémentaire lors du bilan de santé d’un psittacidé est une prise de sang avec une numération et une formule sanguines et un panel biochimique (différent selon les espèces) (photo 8). Elle permet notamment le dépistage des principaux virus aviaires et un sexage peut également être proposé à cette occasion (tableau 3). De plus, la plupart des intervalles de référence hématologiques et biochimiques disponibles dans les données publiées ont été réalisées chez un nombre limité d’oiseaux. Ils sont donc souvent non représentatifs de la population générale. Cet examen capital permet donc d’établir des normes pour l’oiseau, utilisées ultérieurement en cas de maladie.

Les oiseaux possédant un grand volume sanguin et tolérant bien l’hémodilution, les prélèvements peuvent s’élever jusqu’à 1 % du poids vif de l’animal (soit 1 ml pour un individu de 100 g). Le site de réalisation le plus utilisé est la veine jugulaire droite, chez un oiseau vigile ou sous anesthésie volatile (photo 9). Les veines alaires ou métatarsiennes médiales sont parfois employées, mais avec un risque d’hématome plus conséquent [1].

Conclusion

Le bilan de santé des psittaciformes est bien plus qu’un simple examen clinique. Avec son abord zootechnique et la réalisation d’examens complémentaires simples, il est accessible à tout vétérinaire ayant un intérêt et des connaissances de base en médecine des perroquets. Ce rendez-vous permet d’établir un lien de confiance entre les propriétaires et le vétérinaire, et assure le suivi régulier de l’animal tout au long de sa vie.

Des études et recherches sont en cours dans le domaine de la médecine préventive aviaire. Elles permettront peut-être de compléter ces bilans, avec notamment le développement des tests NAT (nucleic acid amplification testing, test d’amplification de l’acide nucléique) utilisant les techniques de PCR en temps réel pour détecter plus précocement les infections actives que les méthodes diagnostiques actuelles. Toutefois, pour ne pas se perdre dans un screening trop vaste et onéreux, face aux nombreux tests de dépistage existants et à venir, le praticien doit s’attacher à les interpréter dans le contexte clinique et à partir de l’épidémiologie de la maladie qu’il recherche. Des vaccins pourraient également apparaître sur le marché [13].

Références

  • 1. Beaufrère H, Ammersbach M, Reavill DR et coll. Prevalence of and risk factors associated with atherosclerosis in psittacine birds. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2013;242(12):1696-1704.
  • 2. Boucher S, Bulliot C, Doumerc G et coll. Examens complémentaires chez les NAC. Éd. Point. Vétérinaire, Rueil-Malmaison. 2009:343p.
  • 3. Doneley B. Avian medicine and surgery in practice: companion and aviary birds. Ed. Manson Publishing Ltd, London. 2010:336p.
  • 4. Doneley B, Harrison GJ, Lightfoot TL. Maximizing information from the physical examination. In: Harrison GJ, Lightfoot TL, eds. Clinical avian medicine. Vol. 1. Spix Publishing, Palm Beach. 2006:153-212.
  • 5. Gancz AY, Clubb S, Shivaprasad HL. Advanced diagnostic approaches and current management of proventricular dilatation disease. Vet. Clin. North Am. Exot. Anim. Pract. 2010;13(3):471-494.
  • 6. Greenacre CB. Viral diseases of companion birds. Vet. Clin. North Am. Exot. Anim. Pract. 2005;8(1):85-105.
  • 7. Hoppes SM, Tizard I, Shivaprasad HL. Avian bornavirus and proventricular dilatation disease: diagnostics, pathology, prevalence, and control. Vet. Clin. North Am. Exot. Anim. Pract. 2013;16(2):339-355.
  • 8. Jimenez J. Avian clinical nutrition. Proceedings of the Southern European Veterinary Conference (SEVC), Barcelona, Spain, October 17-19, 2008.
  • 9. Krautwald-Junghanns ME, Pees M, Reese S et coll. Diagnostic imaging of exotic pets: birds, small mammals, reptiles. Schlutersche Verlagsgesellschaft mbH & Co, Hannover. 2010:460p.
  • 10. Phalen DN. Preventive medecine and screening. In: Harrison GJ, Lightfoot TL, eds. Clinical avian medicine. Vol 2. Spix Publishing, Palm Beach. 2006:573-585.
  • 11. Picarra J, Bargallo F, Grifols J. Prevalence of psittacine beak and feather disease virus in captive psittacines in Northeast Spain. Proceedings of the Southern European Veterinary Conference (SEVC), Barcelona, Spain, September 29-October 2, 2011.
  • 12. Puschner B, Poppenga R. Lead and zinc intoxication in companion birds. Compend. Contin. Educ. Pract. Vet. 2009;31(1):1-12. Compendiumvet.com
  • 13. Ritchie BW, Harrison GJ, Harrison LR. Avian medicine: Principles and application. Ed. Wingers Pub. Lake Worth, Florida. 1994:1400p.
  • 14. Speer B. The avian physical examination. Proceedings of the Latin American Veterinary Conference (LAVC), Lima, Peru, October 16-19, 2009.
  • 15. Tully TN. Proventricular dilatation disease (PDD): Where are we? Proceedings of the Southern European Veterinary Conference (SEVC), Barcelona, Spain, October 12-21, 2012.

Conflit d’intérêts

Aucun.

ENCADRÉ 1
Alimentation des psittacidés

→ Fruits secs et graines : noix, amande, pignon de pin, lin et céréales (alpiste, millet)

Alimentation sèche à donner occasionnellement, en friandises et en récompenses.

→ Fruits (pomme, abricot, fraise, baie, figue, kiwi, raisin), végétaux (carotte, courgette, fève, haricot, pois, poivron) et graines germées (blé, millet, tournesol, avoine, luzerne)

Distribués en quantité modérée, mais quotidiennement et avec diversité. Chaque oiseau a ses goûts et ses couleurs préférés.

→ Extrudés (par exemple, Harrison®, Kaytee®)

Base de l’alimentation quotidienne. La quantité donnée dépend du poids de l’oiseau.

ENCADRÉ 2
Principales règles de contre-indication de la saisie d’un psittaciforme

→ Atteinte respiratoire : dyspnée, respiration bec ouvert, polypnée.

→ Yeux clos pendant toute la première partie de la consultation.

→ Faiblesse extrême ; ne serre pas les griffes autour du doigt, notamment.

→ Animal immobile une fois saisi, qui ne cherche pas à bouger ni à mordre la serviette.

→ Au moindre doute, relâcher l’animal.

Cette liste n’est pas exhaustive. D’après [13].

Points forts

→ La réalisation du bilan de santé d’un psittaciforme requiert une démarche précise et rigoureuse, mais reste accessible à tout praticien.

→ La correction précoce des erreurs environnementales et alimentaires permet de prévenir de nombreuses affections.

→ L’alimentation conseillée d’un psittacidé est composée d’extrudés, et de fruits et légumes variés. L’apport de graines et de noix doit être contrôlé.

→ Avant de pratiquer l’examen clinique rapproché d’un oiseau, il convient de s’assurer qu’il n’est pas dans un état qui contre-indique sa contention.

→ Un dépistage sanguin des principaux virus atteignant les psittacidés est recommandé lors de l’achat.

ENCADRÉ 3
Inspection rapprochée

→ Plumage

L’aspect et l’intégrité (picage, bords abîmés, présence de lignes de stress), la couleur (aberration chromatique), ainsi que la propreté du plumage sont vérifiés. Il convient de rechercher également les signes d’éventuels d’acariens ou d’autres parasites externes (rarissimes, sauf pour les perruches ondulées) [13, 14].

→ Déshydratation

La déshydratation est signée par des globes oculaires enfoncés, un aspect plissé de la peau autour de l’œil, une perte d’élasticité de l’épiderme de manière générale et la présence de fausses membranes dans la cavité buccale [13, 14].

→ Tête, yeux et narines

La tête, les yeux et les narines doivent être propres, sans écoulement (épiphora, jetage, épistaxis). L’opercule kératinisé nasal, présent de manière physiologique à l’entrée de l’orifice nasal, est à distinguer d’un corps étranger, d’un granulome ou d’un rhinolithe. Le bec ne doit pas présenter d’écailles, de décoloration ni de déformation. Les oreilles sont examinées minutieusement. Le conduit auditif externe, tapissé de glandes sébacées et cérumineuses, est sensible aux infections. La cavité buccale peut être maintenue ouverte à l’aide d’un spéculum. L’aspect des choanes (atrophie des papilles lors d’hypovitaminose A) et l’éventuelle présence de placards diphtériques ou de points de coloration blanchâtre (hypovitaminose A, trichomonose chez la perruche ondulée et la perruche calopsitte, candidose) sont à vérifier lorsque l’une de ces anomalies est retrouvée, un écouvillon est recommandé [3, 4].

→ Cloaque

Il convient de s’assurer de la propreté du cloaque, de l’absence de ténesme ou de diarrhée. Pour certaines espèces, le proctodeum est examiné pour vérifier l’absence de papillomes cloacaux. Un écouvillon est recommandé afin de réaliser une analyse

→ Glande uropygienne

Chez les espèces en possédant une, la glande uropygienne doit être examinée (possibilité de surinfection ou de néoplasie).

→ Ailes

Les ailes sont à déployer une par une pour vérifier l’absence de lésions des plumes, cutanées ou osseuses, ainsi que pour mettre en évidence une coupe de plume antérieure. Les signes de saignements, consécutifs à un traumatisme ou à une coagulopathie, sont à rechercher [14].

→ Pattes

Les pattes sont étendues à la recherche d’une plaie, d’une masse, d’une lésion secondaire à la présence d’une bague, d’une hyperkératose des extrémités (hypovitaminose A, gale des pattes) ou d’autres signes cliniques de parasitose [8]. Les pododermatites, très fréquentes, sont à dépister précocement pour une récupération la plus rapide possible. Elles sont majoritairement liées à la qualité des perchoirs et à l’hygiène de la cage [14].

1. Arbre d’éveil d’un perroquet. Cet outil permet l’enrichissement du milieu de l’animal, notamment par la recherche de nourriture et l’exposition à une source de lumière contenant des UVA et UVB. Sa mise en place doit être progressive et de complexité croissante pour l’animal.

2a et 2b. Anomalies du plumage.2a. Aberrations chromatiques chez un gris du Gabon (Psittacus erithacus) atteint d’une circovirose aviaire (maladie du bec et des plumes).

2a et 2b. Anomalies du plumage.2b. Picage intensif chez un cacatoès à huppe jaune (Cacatua galerita).

3. Contention à l’aide d’une serviette chez un gris du Gabon (Psittacus erithacus).

4. Contention à une main entre index et majeur chez un kakariki à front jaune (Cyanoramphus auriceps).

5a et 5b. Gale du bec et des pattes chez une perruche ondulée (Melopsittacus undulatus), due à l’acarien Knemidocoptes pilae.5a. Hyperkératose du bec.

5a et 5b. Gale du bec et des pattes chez une perruche ondulée (Melopsittacus undulatus), due à l’acarien Knemidocoptes pilae.5b. Hyperkératose des pattes.

6. Prise de clichés radiographiques (face et profil) chez un gris du Gabon (Psittacus erithacus).

7. Prise de clichés radiographiques (face et profil) chez un gris du Gabon (Psittacus erithacus).

8. Aspect microscopique d’un frottis sanguin chez un oiseau.

9. Prise de sang à la veine jugulaire droite chez un ara (Ara ararauna).

TABLEAU 1
Matériaux de cage et accessoires recommandés et déconseillés pour les psittacidés

TABLEAU 2
Principales anomalies lors de l’évaluation des selles d’un oiseau

L’observation des selles fait partie intégrale de la consultation d’un psittacidé. Associée aux commémoratifs et à l’examen clinique, elle permet de dépister certaines affections de manière précoce, parfois avant l’apparition d’autres signes cliniques. D’après [3].

TABLEAU 3
Principales affections dépistables des psittacidés

D’après [5-7, 10, 11, 15].

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