Le point Vétérinaire Canin n° 343 du 01/03/2014
 

REPRODUCTION FÉLINE

Article de synthèse

Fernando Mir

Clinique vétérinaire San Fernando
Avenue San Fernando nº 49
07013 Palma de Majorque, Espagne

L’insémination artificielle est une technique de plus en plus demandée par les éleveurs félins. Elle est encore en cours de développement, mais de nets progrès ont été réalisés ces 10 dernières années.

Résumé

L’insémination artificielle féline est une technique complexe, qui regroupe plusieurs étapes clés. Avant l’inoculation de la semence, il convient de maîtriser le cycle des chaleurs, d’induire l’ovulation et de prélever la semence. Des connaissances précises sur l’anatomie génitale et la physiologie reproductrice de la chatte sont indispensables pour réussir au mieux ces étapes.

Summary

Feline artificial insemination: a review of information

Feline artificial insemination is a complex technique, which includes several key stages. It is necessary to manage the oestrus cycles, to induce ovulation and to collect semen, prior to insemination. Specific knowledge of the genital anatomy and reproductive physiology of the cat are essential to succeed at all these stages.

Key words

Chat, reproduction, artificial insemination, ovulation

L’insémination artificielle (IA) est une technique utilisée chez de nombreuses espèces domestiques (photo 1). Chez le chat, sa principale indication est la finalisation des accouplements considérés comme impossibles : refus de la saillie, mâles à faible libido, difficultés pour détecter les chaleurs de certaines chattes, hybridations entre différentes espèces félines. L’IA est indispensable lors d’utilisation de semence réfrigérée ou congelée.

De plus, en raison des similitudes dans le cycle sexuel des diverses espèces de félidés, le chat représente un modèle idéal pour améliorer les techniques de reproduction assistée chez les félins sauvages.

Néanmoins, les particularités anatomiques et physiologiques du chat (petite taille du tractus génital, récolte de semence peu aisée, difficultés à induire les chaleurs et l’ovulation, sensibilité des chattes qui arrêtent leurs chaleurs à la suite d’un stress, etc.) compliquent les progrès dans cette technique.

RAPPELS D’ANATOMIE ET DE PHYSIOLOGIE

Le méat urinaire indique la limite entre le vagin (partie craniale) et le vestibule (partie caudale) de la portion caudale du tractus génital. Le vagin et le vestibule forment un espace virtuel d’environ 4 cm de longueur. Si le vestibule est capable de distendre son diamètre jusqu’à 4 mm pour loger le pénis en érection, le diamètre du vagin mesure moins de 1 mm de diamètre. Le col de l’utérus est localisé dans la partie dorso-craniale du vagin, à environ 4 à 4,5 cm de la vulve.

Les chattes sont des animaux à poly-œstrus saisonnier. La reproduction est influencée par l’environnement, notamment par les heures d’exposition à la lumière. Les chattes sont en repos sexuel grâce à la sécrétion de mélatonine pendant les heures d’obscurité. Un éclairage minimal d’environ 10 heures est nécessaire. Dès que la luminosité journalière augmente, le taux sécrété de mélatonine diminue, le rétrocontrôle négatif sur l’axe hypothalamo-hypophysaire-gonadique disparaît, induisant le début des chaleurs (figure 1).

La race joue aussi un rôle majeur dans l’âge d’apparition, comme dans la durée et l’intensité de l’expression des chaleurs. Ainsi, les chattes de races orientales, comme le siamois, sont, en général, plus précoces et expriment leurs chaleurs plus fortement que celles de races brévilignes à poils longs, tel le persan, chez lesquelles les chaleurs peuvent passer inaperçues. Les races issues d’hybridation entre des chats et d’autres félins, comme le bengale et le savannah, ont souvent des chaleurs longues et intenses.

D’autres facteurs environnementaux influencent l’apparition des chaleurs : une température douce, des contacts sociaux avec d’autres chattes (tout particulièrement si elles sont en chaleurs), la visualisation et le contact avec des mâles. À l’inverse, elles peuvent être retardées par d’éventuels facteurs de stress tels que des nuisances sonores, une mauvaise hygiène, une surpopulation de la chatterie, etc.

La chatte est une espèce à ovulation induite par le coït, même si des ovulations spontanées ont été observées jusqu’à 87 % chez des chattes d’une colonie isolées des mâles [7]. Les follicules de la chatte sont près à ovuler dès le premier jour des chaleurs, mais le moment optimal semble être entre le troisième et le cinquième jour [6]. L’induction est purement mécanique, la semence ne contribue pas à déclencher l’ovulation. Le coït stimule les récepteurs nerveux présents sur le vestibule et induit la sécrétion de l’hormone gonadolibérine ou gonadotrophine releasing hormone (GnRH), hormone hypothalamique responsable de la sécrétion hypophysaire de l’hormone lutéinisante ou luteinising hormone (LH). Après une séquence de plusieurs saillies rapprochées dans le temps, le seuil de LH est dépassé et l’ovulation est déclenchée.

ÉTAPES CLÉS DU PROTOCOLE D’INSÉMINATION

L’impossibilité de maîtriser les chaleurs efficacement et sans effet secondaire est la cause principale d’échec des IA félines.

En effet, les félidés sont très sensibles aux analogues des gonadotrophines tels que la gonadotrophine sérique de la jument gestanteou pregnant mare serum gonadotrophine (PMSG), la gonadotrophine chorionique équine ou equine chorionic gonadotrophin (eCG) et la gonadotrophine chorionique humaine ou human chorionic gonadotrophin (hCG), ce qui permet d’induire facilement les chaleurs, mais ces hormones présentent plusieurs contraintes. Les analogues de l’hormone folliculo-stimulante (FSH), la PSMG et l’eCG ont une action rémanente qui risque d’induire une hyperstimulation ovarienne avec un développement différé de follicules ovariens accessoires 5 à 7 jours après la première ovulation. Bien que l’action principale de l’hCG soit lutéinisante, elle peut aussi induire une folliculogenèse. Cela se traduit par une diminution de la qualité des ovocytes, ainsi que par une sécrétion aberrante d’œstradiol de la part des follicules secondaires. Cela peut perturber la maturation embryonnaire précoce, l’implantation et le maintien de la gestation [14].

L’utilisation de gonadotrophines est donc associée à un faible taux de gestations aussi bien après saillies naturelles qu’après IA [11].Cela amène à privilégier les chaleurs d’apparition naturelle et à minimiser les doses de gonadotrophines lorsque leur utilisation se révèle indispensable.

1. Induction des chaleurs

Gestion de l’environnement

Avoir des chattes en chaleurs tout au cours de l’année repose sur une gestion optimale des facteurs de l’environnement. Un système permettant l’éclairage pendant 14 heures par jour à une intensité de 300 lux (luminosité permettant la lecture d’un journal) et une température douce (20 à 25 ºC) sont primordiaux dans toute la chatterie. Les contacts sociaux avec des femelles en chaleurs, ainsi que la possibilité de visualiser, voire d’approcher des mâles favorisant l’entrée en chaleurs et l’obtention de chaleurs régulières chez des chattes déjà cyclées. Dans les chatteries de grande taille, mâles et femelles adultes sont séparés dans deux pièces annexes. Les mâles sont logés dans des cages individuelles ou par couple pour prévenir les bagarres alors que les femelles sont en liberté ou par groupe de 4 ou 5 dans une pièce voisine. Cette séparation permet aux femelles de sentir et d’entendre les mâles tout en évitant un contact direct.

Il convient de minimiser les facteurs de stress tels qu’une surpopulation ou des nuisances sonores extérieures, qui peuvent être réduites avec l’installation d’un poste radio dans la chatterie. De bonnes conditions d’hygiène sont à assurer. Tous les chats doivent être habitués à la manipulation et au contact avec l’homme.

Induction médicale

L’induction médicale des chaleurs est à réserver aux chattes ne rentrant pas en chaleurs naturellement. Une injection intramusculaire de 75 à 100 UI de PMSG (Chronogest(r)PMSG) suffit pour induire les chaleurs en moins de 24 heures [11]. Cette dose peut être insuffisante pendant l’anœstrus d’hiver.

2. Induction de l’ovulation

L’ovulation peut être induite à tout moment des chaleurs. Néanmoins, le taux de gestation est significativement plus élevé lorsque les chattes sont saillies entre le troisième et le cinquième jour par rapport au premier jour des chaleurs [14]. Cette période correspond au moment où les follicules ont acquis une taille maximale et où le tractus génital a été suffisamment imprégné en œstrogènes. La taille des follicules peut être confirmée par des mesures échographiques. Les follicules ont une taille maximale de 3,5 ± 0,04 mm à 3,8 ± 0,3 jours après le début des chaleurs [10].

Induction mécanique

La stimulation mécanique réalisée par le chat pendant le coït peut être reproduite par une série de stimulations du vestibule vaginal avec un coton-tige ou une cytobrosse. Le protocole publié est de quatre à huit stimulations de 2 à 5 secondes toutes les 5 à 20 minutes [5]. Un autre protocole de stimulation de 5 secondes toutes les 30 minutes sur une période d’environ 2 à 3 heures a été évalué à l’École nationale vétérinaire d’Alfort (ENVA) avec un taux d’ovulation chez 72 % des chattes [1]. Si la chatte est effectivement en œstrus, elle pédale pendant la manipulation. Une stimulation correcte est suivie d’un léchage frénétique de la vulve et d’un roulement sur le dos. En pratique, il s’agit d’un protocole chronophage et réalisable seulement chez des chattes conciliantes.

Induction médicale

Une injection intramusculaire unique de 100 UI de hCG (Chorulon(r)) administrée entre le troisième et le quatrième jour des chaleurs est la méthode d’induction de l’ovulation rapportée dans les principales publications d’IA chez la chatte [4, 15]. L’ovulation a lieu 25 à 27 heures après l’injection.

3. Inséminer au moment optimal

En conditions naturelles, le mâle saillit plusieurs fois pendant la période préovulatoire. Il peut donc être dans la période péri-ovulatoire. Plusieurs éjaculations maximisent les chances d’obtenir une gestation. Néanmoins, la quasi-obligation d’anesthésier le mâle, pour prélever la semence, et la femelle, pour l’IA, limite le nombre d’IA à une seule. Comme les ovocytes félins sont matures au moment de l’ovulation, il convient de cibler l’IA au plus proche de l’ovulation, sans oublier que les spermatozoïdes ont besoin de rester entre 1 heure et demie et 7 heures dans le tractus génital de la chatte pour compléter leur capacitation (maturation physiologique de la membrane des spermatozoïdes) [9].

Les meilleurs résultats publiés par Tsutsui et coll. ont été obtenus avec des inséminations réalisées 24 à 30 heures après l’injection d’hCG (figure 2) [15]. Chatdarong et coll. ont mis en évidence une tendance à l’amélioration des résultats de fertilité, mais sans différence significative entre une IA réalisée juste après l’injection d’hCG ou 28 heures plus tard [3]. L’intérêt de réaliser l’injection d’hCG en même temps que l’IA est de limiter les épisodes de stress liés à l’injection et les déplacements, ce qui pourrait stopper les chaleurs ou perturber l’ovulation. Un frottis vaginal devrait être réalisé avant l’injection d’hCG pour confirmer que la chatte est toujours en chaleurs, et non en période d’interœstrus ou de diœstrus (photos 2a et 2b). Un résultat basal du taux de progestérone sanguine indique que la chatte n’a pas encore ovulé.

PRÉLÈVEMENT DE SEMENCE CHEZ LE MÂLE

L’utilisation d’un vagin artificiel de fabrication manuelle est la technique idéale de récolte de semence (photos 3a et 3b). Cette méthode est sans danger, rapide et peu coûteuse. Le fait qu’une anesthésie générale ne soit pas nécessaire autorise des prélèvements répétés. Il est indispensable que le chat soit préalablement bien entraîné. Néanmoins, la réalisation du prélèvement peut se révéler difficile, voire impossible en situation de stress (clinique vétérinaire, déplacement hors de l’élevage, etc.).

L’électro-éjaculation est la seule méthode réalisable chez les félidés sauvages et la plus fréquemment utilisée chez les chats domestiques (photo 4). L’anesthésie générale et la répétition du protocole d’électrostimulation peuvent prolonger la durée de l’opération de prélèvement pour atteindre 30, voire 60 minutes. La concentration de l’éjaculat obtenu est variable. Elle se situe entre 320 000 et 49 millions de spermatozoïdes, avec une moyenne de 11 millions [8]. Au minimum, deux séances sont nécessaires avant d’établir des conclusions fiables sur le potentiel reproducteur du mâle.

La semence peut aussi être prélevée par sondage urétral [20]. Après sédation avec de la médétomidine (130 à 150 µg/kg par voie intramusculaire), la semence libérée dans l’urètre prostatique est récupérée par capillarité à l’aide d’une sonde urinaire pour chat, dont l’extrémité a été coupée pour mesurer au total 9 cm. Cette adaptation vise à ne pas pénétrer plus loin que l’urètre prostatique afin de ne pas contaminer la semence avec les urines. Le volume récupéré par cette technique est minime car seule la phase spermatique (sans la phase prostatique) est libérée dans l’urètre en raison de l’absence de stimulation des contractions prostatiques.

TECHNIQUES D’INSÉMINATION ARTIFICIELLE

1. Insémination artificielle intravaginale

L’IA intravaginale est une technique peu invasive, facile à mettre en pratique et ne nécessitant pas forcément une anesthésie générale qui peut perturber l’ovulation [2, 11, 12]. D’après Tanaka et coll., les chattes inséminées par voie intravaginale sous anesthésie générale avec 20 millions de spermatozoïdes présentent un taux de gestations de 6 % [13]. Dans cette même étude, 80 % des chattes ont été gestantes après une IA intravaginale avec 80 millions de spermatozoïdes. Il ne s’agit donc que d’une question de nombre de spermatozoïdes capables de traverser le col de l’utérus. Compte tenu que l’éjaculat obtenu par électro-éjaculation contient 11 millions de spermatozoïdes en moyenne, l’insémination intravaginale est rarement applicable avec des chats mâles non habitués au prélèvement à l’aide d’un vagin artificiel [8].

2. Insémination artificielle intra-utérine

Différentes techniques

L’anesthésie générale est incontournable avant la réalisation d’une IA intra-utérine. Lorsque celle-ci est réalisée par laparotomie, il suffit d’injecter la semence à l’aide d’un cathéter intraveineux dans une des cornes utérines (photo 5).

La technique d’IA intra-utérine par voie transcervicale a été décrite il y a une dizaine d’années [4, 19]. Plusieurs sondes ont été essayées pour mettre en place cette technique (photo 6). Chatdarong et coll. ont réussi à traverser le col avec un cathéter urinaire pour chat de 3,5 Fr en utilisant comme guide une sonde urinaire pour chien introduite dans le vagin caudale de 3 chattes en œstrus [4]. Une aiguille émoussée adaptée au bout d’un cathéter urinaire pour chat a permis de cathétériser l’utérus chez 12 des 15 chattes avec des chaleurs induites et chez 4 des 18 chattes en chaleurs naturelles [19]. Dans le cadre de deux thèses de doctorat vétérinaire de l’ENVA,le col a été franchi chez 10 des 16 chattes en chaleurs grâce à une sonde urinaire en acier inoxydable de 1 mm de diamètre externe et de 17 cm de longueur [1, 18].

La technique d’IA transcervicale utilisée par les auteurs précédents est toujours la même. Après vidange des fèces du rectum et nettoyage de la vulve avec un antiseptique, la sonde est mise dans le vestibule et l’index est introduit dans le rectum pour faciliter son entrée dans la partie craniale du vagin (photo 7). Chez certaines chattes en chaleurs, le col peut être identifié comme une petite protubérance, juste après le bout de la sonde. Toute la zone autour du col est poussée ventralement pour aligner le col avec le vagin et permettre le passage de la sonde (figure 3). La sonde doit glisser à travers le col. Forcer avec la sonde est inutile et dangereux car il existe un risque de traverser le vagin et d’injecter la semence dans l’abdomen.

Résultats obtenus

Un taux de gestation de 80 % a été obtenu après une IA intra-utérine par laparotomie avec 8 millions de spermatozoïdes vivants [16]. Lorsque la semence congelée a été utilisée, le taux de gestations était de 57 % après une IA intra-utérine avec 50 millions de spermatozoïdes dont au moins 30 % de cellules mobiles [17]. Le nombre de spermatozoïdes peut donc être diminué lors d’IA intra-utérine. Des résultats après IA transcervicale n’ont été publiés que par Chatdarong et coll.qui rapportent un taux de gestations de 37 à 41 % (IA pratiquée avec 20 millions de spermatozoïdes montrant une mobilité de 70 % au test de décongélation) [3]. Dans l’expérience de Boyaux où les chattes étaient inséminées avec de la semence fraîche après déclenchement mécanique de l’ovulation, 3 animaux sur les 8 qui ont ovulé ont été gestants [1].

Conclusion

L’insémination féline est loin d’être maîtrisée. Des résultats encourageants ont été obtenus par plusieurs équipes, permettant d’envisager une amélioration de la technique dans les années à venir.

Références

  • 1. Boyaux A. Insémination artificielle intra-utérine chez la chatte. Étude expérimentale. Thèse pour le doctorat vétérinaire ENVA. 2011;48:53-72.
  • 2. Carter KK, Chakraborty PK, Bush M et coll. Effects of electro-ejaculation and ketamine-HCL on serum cortisol, progesterone and testosterone in the male cat. J. Androl. 1984;5(6):431-437.
  • 3. Chatdarong K, Axnér E, Manee-In S et coll. Pregnancy in the domestic cat after vaginal or transcervical insemination with fresh and frozen semen. Theriogenology. 2007;68(9):1326-1333.
  • 4. Chatdarong K, Lohachit C, Ponglowhapan S et coll. Transcervical catheterization and cervical patency during the oestrous cycle in domestic cats. J. Reprod. Fertil. Suppl. 2001;57:353-356.
  • 5. Feldman EC, Nelson RW. Feline reproduction. In: Feldman EC, Nelson RW. Canine and feline endocrinology and reproduction. 2nd ed. Ed. Saunders, Philadelphia. 1996:1016-1027.
  • 6. Fontbonne A, Levy X, Fontaine E et coll. L’insémination artificielle chez les félidés. Bull. Acad. Vét. France. 2007;160:143-151.
  • 7. Gudermuth DF, Newton L, Daels P et coll. Incidence of spontaneous ovulation in young, group-housed cats based on serum and faecal concentrations of progesterone. J. Reprod. Fertil. Suppl. 1997;51:177-184.
  • 8. Herron MA, Barton CL, Applegate B. A modified technique for semen collection by electroejaculation in the domestic cat. Theriogenology. 1986;26(3):357-364.
  • 9. Long JA, Wildt DE, Wolfe BA et coll. Sperm Capacitation and the acrosome reaction are compromised in teratospermic domestic cats. Biol. Reprod. 1996;54(3):638-646.
  • 10. Malandain E, Rault D, Froment E et coll. Follicular growth monitoring in the female cat during œstrus. Theriogenology. 2011;76(7):1337-1346.
  • 11. Pelican KM, Wildt DE, Pukazhenthi B et coll. Ovarian control for assisted reproduction in the domestic cat and wild felids. Theriogenology. 2006;66(1):37-48.
  • 12. Shille VM, Munro C, Famer SW et coll. Ovarian and endocrine responses in the cat after coitus. J. Reprod. Fertil. 1983;68:29-39.
  • 13. Tanaka A, Takagi Y, Nakagawa et coll. Artificial intravaginal insemination using fresh semen in cats. J. Vet. Med. Sci. 2000;62(12):1163-1167.
  • 14. Tsutsui T, Higuchi C, Soeta M et coll. Ovulation and conception rates in cats mated once or three times on different days of œstrus. Reprod. Dom. Anim. 2009;44(2):76-78.
  • 15. Tsutsui T, Mizutani T, Matzubara Y et coll. Surgical intrauterine Insemination with cat semen cryopreserved with orvus ES paste or sodium lauryl sulfate. J. Vet. Med. Sci. 2011;73(2):259-262.
  • 16. Tsutsui T, Tanaka A, Takagi Y et coll. Unilateral intrauterine horn insemination of fresh semen in cats. J. Vet. Med. Sci. 2000;62(12):1241-1245.
  • 17. Tsutsui T, Tanaka A, Takagi Y et coll. Unilateral intrauterine horn insemination of frozen semen in cats. J. Vet. Med. Sci. 2000;62(12):1247-1251.
  • 18. Vannier F. Essai d’une nouvelle technique de cathétérisme du col utérin de la chatte en vue d’une application à l’ IAIU féline. Thèse pour le doctorat vétérinaire, ENVA. 2008;83:108.
  • 19. Zambelli D, Buccioli M, Castagnetti C et coll. Vaginal and cervical anatomic modifications during the œstrus cycle in relation to transcervical catheterization in the domestic cat. Reprod. Domest. Anim. 2004;39(2):76-80.
  • 20. Zambelli D, Prati F, Cunto M et coll. Quality and in vitro fertilizing ability of cryopreserved cat spermatozoa obtained by urethral catheterization after medetomidine administration. Theriogenology. 2008;69(4):485-490.

Conflit d’intérêts

Aucun.

Points forts

→ L’impossibilité de maîtriser les chaleurs des chattes est la cause principale d’échec des inséminations félines.

→ L’insémination est à réaliser dans les 30 heures qui suivent l’induction de l’ovulation.

→ La semence peut être prélevée par électro-éjaculation ou sondage urétrale après sédation.

→ L’insémination intra-utérine permet de réduire par 10 le nombre de spermatozoïdes utilisés par rapport à une insémination intravaginale.

1. Une chatte et sa portée. L’insémination artificielle est une technique de plus en plus demandée par les éleveurs félins.

FIGURE 1
Contrôle neuro-endocrinien de la fonction reproduction chez la chatte

GnRH : gonadotrophin releasing hormone (hormone gonadolibérine) ; FSH : follicle stimulating hormone (hormone folliculo-stimulante) ; LH : luteinizing hormone (hormone lutéinisante) ; (+) : stimulation ; (-) : inhibition.

FIGURE 2
Protocole d’insémination

hCG : human chorionic gonadotrophin (gonadotrophine chorionique humaine). D’après [3, 15].

FIGURE 3
Manipulation transrectale pour traverser le col avec une sonde d’insémination

a : vestibule ; b : vagin ; c : col de l’utérus.

2a et 2b. Vue au microscope d’un frottis vaginal de chatte, grossissement x 400, coloration Harris-Shorr(r). 2a. Frottis de chatte en chaleurs : 100 % de cellules épithéliales kératinisées (acidophiles).

2a et 2b. Vue au microscope d’un frottis vaginal de chatte, grossissement x 400, coloration Harris-Shorr(r). 2b. Frottis de chatte en interœstrus : cellules épithéliales de type intermédiaire (basophiles) avec des cellules kératinisées (acidophiles).

3a et 3b. Vagin artificiel pour chat, fabriqué avec un tube Eppendorf(r) et un ruban de Téflon(r). 3a. Vue de profil.

3a et 3b. Vagin artificiel pour chat, fabriqué avec un tube Eppendorf(r) et un ruban de Téflon(r). 3b. Vue de face.

4. Électro-éjaculation chez un guépard. Un tube Eppendorf(r) est maintenu sur l’extrémité du pénis pendant que des décharges électriques de bas voltage sont envoyées sur la prostate pour stimuler l’éjaculation.

5. Insémination artificielle intra-utérine par laparotomie chez une chatte. La semence, préalablement diluée avec du TCM199 pour ajouter du volume, est injectée dans une corne utérine.

6. Exemples de sondes utilisées lors d’insémination féline. En haut : sonde urinaire en acier avec le bout émoussé, de 1 mm de diamètre et de 16 cm de longueur. En dessous : sonde urinaire pour chien de 2,6 mm de diamètre, coupée sur 5,5 cm, installée comme guide sur un cathéter urinaire pour chat de 1,3 mm de diamètre.

7. Positionnement de la chatte et de l’opérateur pour la cathétérisation transcervicale lors d’insémination.

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