Myosite des masticateurs chez une chienne berger belge

Une chienne berger belge malinois âgée de 9 ans est présentée à la consultation pour un trismus apparu depuis la veille. La chienne ne peut plus s’alimenter et s’abreuve difficilement. Ces signes cliniques peu souvent rencontrés dans la pratique quotidienne nécessitent une exploration rigoureuse.

CAS CLINIQUE

1. Anamnèse et examen clinique

La chienne est normotherme, présente une douleur mandibulaire aiguë et ne peut presque pas ouvrir la gueule. Les muscles temporaux et mandibulaires sont atrophiés symétriquement (^{photo 1}). Le reste de l’examen clinique ne révèle aucune anomalie.

L’exploration des nerfs crâniens ne met pas en évidence d’autre anomalie que l’impossibilité à ouvrir la gueule.

Le diagnostic différentiel d’un trismus comprend les arthopathies temporo-mandibulaires, les ostéopathies, les myopathies et les affections nerveuses (^tableau).

2. Examens complémentaires

Des radiographies du crâne sont réalisées sous anesthésie générale. Elles permettent d’écarter l’origine traumatique. Même sous anesthésie générale et malgré une bonne myorelaxation corporelle, l’ouverture de la gueule est impossible (encadré). L’anesthésie majore l’enophtalmie, mais elle peut principalement s’expliquer par l’amyotrophie temporale (^{photo 2}).

À ce stade de la consultation, l’hypothèse de myosite des masticateurs (MM) est privilégiée.

La biopsie musculaire est refusée par le propriétaire. En revanche, un échantillon sanguin est prélevé afin de doser les anticorps antifibres 2M. Le titre obtenu est de 1/1 000^e. Ce résultat est considéré comme positif d’après les valeurs usuelles.

3. Traitement et suivi

Une corticothérapie est instaurée à dose immunosuppressive (2 mg/kg deux fois par jour pendant 15 jours), puis diminuée à 0,5 mg/kg à la régression des signes cliniques (au bout d’une semaine, lorsque la chienne arrive à se réalimenter seule) et maintenue à la dose minimale efficace (0,5 mg/kg) pendant 6 mois pour éviter d’éventuelles rechutes.

Afin de garantir les apports énergétiques et hydriques de la chienne, une alimentation liquide pour animaux convalescents a été proposée pendant 4 jours (Fortol(r)). Les apports en eau ont été assurés à l’aide d’une seringue de gavage.

Après une semaine de traitement, la chienne parvient à ouvrir la gueule d’environ 5 cm et à s’alimenter seule. Dans le cadre de son suivi, elle est examinée tous les mois pendant 6 mois afin de prévenir d’éventuelles rechutes. Après 5 mois, l’ouverture de la gueule a largement progressé et la qualité de vie de la chienne est satisfaisante (^{photo 3}).

DISCUSSION

1. Physiopathologie

La MM atteint surtout les chiens. Mais de très rares cas ont été observés chez les chats [⁵]. Il s’agit d’une myopathie focale, à médiation immune, qui affecte de manière sélective les muscles de la mastication : muscles temporaux, masséters, ptérygoïdiens médial et latéral, et la partie rostrale des muscles digastriques (^{figure 1}) [¹⁴].

Il existe deux grands groupes de fibres musculaires chez les mammifères : les fibres de type 1, lentes mais résistantes à l’exercice (métabolisme oxydatif), et celles de type 2, rapides mais fatigables [¹, ¹³]. Les muscles des membres sont composés de fibres de types 1 et 2A essentiellement, et 2C en faible nombre [¹³]. Ceux des masticateurs sont composés de 10 à 20 % de fibres de type 1 et à 80 % de fibres spécifiques appelées 2M dont l’origine embryonnaire est différente de celle des autres muscles striés. Les fibres des muscles masticateurs sont issues du mésoderme du premier arc branchial et innervées par un nerf crânien, tandis que les muscles striés des membres sont innervés par des nerfs spinaux [¹³]. Ces fibres 2M comportent une isoforme de myosine impliquée dans la réaction à médiation immune de la MM. Des immunoglobulines G sont dirigées spécifiquement contre cette myosine : ce sont les anticorps “antifibres 2M” [¹⁴]. Cette myosite épargne ainsi les fibres de type 1, seules à subsister en fin d’évolution [¹, ², ¹¹, ¹³].

2. Étiologie

L’étiologie de la MM est controversée. Il pourrait s’agir d’anticorps produits en réponse à un agent infectieux réagissant de manière croisée avec un antigène endogène (appelé myostigène) [⁸, ¹⁴]. Le gène codant pour le myostigène est également présent dans le génome humain [¹³, ¹⁶].

Une autre hypothèse évoque des auto-anticorps synthétisés par des lymphocytes T CD8+ dirigés vers des protéines constitutives des fibres 2M [¹¹]. De plus, une étude montre que la présence des auto-anticorps sur ces protéines serait responsable du maintien de la contraction musculaire ou de l’inhibition du relâchement musculaire [¹⁶]. L’action immunosuppressive des corticoïdes pourrait entraîner le retrait des anticorps, la relaxation musculaire et l’absence d’anticorps “antifibres 2M” chez les animaux en rémission.

La MM affecte les chiens de tous âges, de toutes races et des deux sexes. Les grandes races, et particulièrement les bergers allemands, semblent davantage prédisposées [², ⁸].

3. Présentation clinique

Lors de la forme aiguë, une hypertrophie des muscles masséters et temporaux associée à une myalgie domine le tableau clinique. Elle est parfois accompagnée de fièvre et d’une adénopathie mandibulaire. L’inflammation des muscles ptérygoïdiens et temporaux peut provoquer une exophtalmie, responsable de signes oculaires (larmoiement, conjonctivite, kératite), et motiver la consultation [⁸].

Comme dans le cas décrit, la plupart des MM évoluent de manière chronique et les animaux présentent alors une amyotrophie associée à de la fibrose. Cela rend difficile l’ouverture buccale et explique le trismus qui est cependant inconstant [¹, ², ¹⁴]. Les animaux atteints peuvent présenter un ptyalisme et une dysphagie.

À l’inverse de la phase aiguë, l’atrophie des muscles temporaux et ptérygoïdiens en phase chronique entraîne une énophtalmie [⁸].

La douleur est un signe fréquemment associé : l’animal se plaint en mangeant, en prenant ses jouets, ou lors de la palpation des masséters.

4. Diagnostic différentiel

Lors d’exophtalmie, les hypothèses diagnostiques doivent comprendre celles d’une MM en phase aiguë, et d’une myopathie extra-oculaire. Cette myopathie focale peut être responsable d’une exophtalmie secondaire à l’inflammation des muscles extra-oculaires, mais elle épargne les muscles masticateurs. Dans le cas décrit, cette hypothèse a été envisagée, mais les signes cliniques classiquement décrits pour cette affection regroupent plutôt une exophtalmie, un strabisme divergent, une hyperhémie conjonctivale, et concernent des animaux jeunes (24 mois en moyenne) [¹⁵].

Si l’exophtalmie existe dans la MM, elle est liée à l’inflammation des muscles ptérygoïdiens et non aux muscles extra-oculaires [⁵, ⁸, ¹⁵].

Lors d’une neuropathie trigéminée, inflammatoire ou tumorale, une atrophie des masses musculaires innervées par sa branche ventrale est observable. En revanche, la névrite trigéminée n’est accompagnée ni de douleur, ni de trismus [⁸]. Dans le cas contraire, les animaux atteints présentent une gueule en position ouverte, facilement refermable, et du ptyalisme par trop-plein [⁷].

Si l’animal présente des signes cliniques systémiques associés à ceux d’une myosite, il convient de réaliser des sérologies de maladies infectieuses (ehrlichiose, leishmaniose, néosporose, toxoplasmose) [⁸].

Une polymyosite dysimmunitaire associée à une myosite des masticateurs a été rapportée chez 3 chiens [⁶].

5. Diagnostic

La marche à suivre lors de suspicion d’une MM doit être rigoureuse (^{figure 2}).

Dosage des anticorps antifibres 2M

Le dosage des anticorps antifibres 2M est diagnostique de la myosite des masticateurs, en revanche, il n’est pas pronostique. Ce test est à la fois très sensible (85 à 90 %) et très spécifique (100 %) [⁸, ¹⁰]. Une prise de sang doit être réalisée avant tout traitement anti-inflammatoire stéroïdien afin d’éviter les résultats faussement négatifs (en pratique, si des glucocorticoïdes ont été administrés, le prélèvement sanguin peut être réalisé 7 à 10 jours après l’arrêt du traitement). Ce titrage est uniquement diagnostique et ne peut être utilisé dans le cadre de l’évaluation de la réponse au traitement.

Électromyographie et électroneurographie

L’électromyographie (EMG) est utile pour confirmer la présence d’une myopathie localisée (et discriminer une polymyosite). En théorie, elle ne doit pas être réalisée sur les mêmes sites musculaires que la biopsie afin de ne pas créer de lésion musculaire iatrogène avec les aiguilles. Cependant en pratique, l’EMG permet de déterminer les groupes musculaires atteints et dicte ainsi les sites à privilégier pour la biopsie. L’EMG des muscles masticateurs, sous anesthésie générale, montre alors une activité électrique spontanée anormale (potentiels de fibrillation, ondes positives lentes), sous réserve que la fibrose ne soit pas trop importante [¹, ², ¹³]. En général, seule, elle ne permet pas de différencier une myopathie d’une neuropathie (dénervation).

Biopsie musculaire et analyse immunohistochimique

La biopsie musculaire est l’examen de choix. Une biopsie formolée (pour l’histologie classique) qui révèle une forte infiltration inflammatoire est diagnostique. Une biopsie pour étude complète, et notamment une coloration des divers types de fibres, doit être congelée rapidement à très basse température (nécessité de détenir de l’azote liquide) et envoyée par un transporteur adapté. Une biopsie de muscle frais peut aussi être analysée si elle est reçue par le laboratoire dans les 24 à 48 heures suivantes [³]. L’analyse immunohistochimique sur un échantillon congelé permet de mettre en évidence des immuns complexes sur les fibres 2M chez la plupart des animaux atteints. La biopsie doit être réalisée dans le muscle temporal. Celle du muscle frontal (qui recouvre en partie le muscle temporal et n’est pas touché lors de MM) est une erreur à éviter [⁸]. Il convient de prélever un échantillon d’un muscle appendiculaire (biceps fémoral ou quadriceps fémoral par exemple) pour exclure une polymyopathie associée (^{photos 4} et ⁵).

L’examen histopathologique permet de confirmer le diagnostic, mais aussi d’objectiver le degré de perte des fibres musculaires, le stade de fibrose musculaire liée à l’amyotrophie et ainsi d’établir un pronostic à long terme [¹, ²]. La fibrose mise en évidence concerne préférentiellement l’endomysium et le périmysium des fibres musculaires, alors que, dans les myopathies généralisées, une fibrose endomysiale est décrite [⁶]. Une phagocytose des fibres 2M, une infiltration périvasculaire et endomysiale focale de lymphocytes (notamment des lymphocytes B, en plus grand nombre que les lymphocytes T CD4+, eux-mêmes plus nombreux que les lymphocytes T CD8+) et de macrophages sont également observées [⁶, ¹⁰, ¹¹, ¹⁴] (^{photos 67} à ⁸). L’histologie permet également de dépister d’autres affections, notamment Neospora sp. et Toxoplasma sp. enkystées, mais celles-ci sont multifocales et non pas localisées aux seuls muscles de la mastication [¹, ²]. Il convient de les rechercher par polymerase chain reaction (PCR) sur le tissu musculaire car il n’est pas toujours possible d’observer des kystes parasitaires.

Analyses sanguines

Les analyses hématologiques peuvent révéler une anémie et une éosinophilie [⁸].

Les modifications biochimiques sont probablement dues à une élévation des créatines kinases (CK), essentiellement durant la phase aiguë, et à celle des enzymes hépatiques [⁸, ¹¹]. Les valeurs des CK ont tendance à se stabiliser lors de la phase chronique [², ⁸]. Cependant, même en phase aiguë, les valeurs des CK sont moins augmentées que lors d’une polymyosite en raison du faible nombre de muscles atteints [⁶, ⁸, ¹³].

Imagerie par résonance magnétique et tomodensitométrie

L’examen d’imagerie par résonance magnétique (IRM) permet de déterminer précisément l’extension des territoires musculaires touchés par la myopathie, de guider le clinicien dans le choix des lieux de biopsie, d’explorer le tronc cérébral et les racines des nerfs trijumeaux et d’évaluer la réponse au traitement [⁹]. Ainsi, l’IRM peut être proposée dans le cadre du suivi. Les changements sont beaucoup plus facilement et précocement détectables qu’en tomodensitométrie. Chez l’homme, la résonance magnétique nucléaire a montré son intérêt par rapport au scanner dans la discrimination de la nature des myopathies.

La tomodensitométrie (TDM) permet de visualiser des images lésionnelles. La taille des masséters des animaux atteints peut être évaluée. L’augmentation de volume des masséters lors de la phase aiguë est compatible avec un œdème et une infiltration inflammatoire. À l’inverse, la diminution du volume des muscles en phase chronique est attribuée à une fibrose, à une nécrose et à une atrophie [¹¹]. L’augmentation du contraste correspond à une hypervascularisation liée à l’inflammation. La perte du contraste est corrélée à une nécrose. Ainsi, la tomodensitométrie est utile pour sélectionner les sites de biopsie.

L’IRM offre une meilleure visualisation des tissus mous en comparaison avec la TDM.

6. Traitement

Corticoïdes

L’administration de corticoïdes à dose immunosuppressive est le traitement de choix en phase aiguë. Une posologie de 1 à 1,5, voire 2 mg/kg est maintenue pendant 2 semaines jusqu’à réouverture de la gueule, puis progressivement réduite sur une durée de quelques mois en finissant à jours alternés [², ⁸]. Un traitement de 2 à 4 mois est souhaitable et peut être poursuivi à long terme à jours alternés [¹, ²]. La diminution des doses de corticoïdes est fondée sur la réouverture de la gueule et la réalimentation spontanée de l’animal. Des rechutes sont décrites lors d’arrêt trop précoce du traitement et, dans certains cas, un traitement à vie est nécessaire [⁸].

Autres molécules

L’azathioprine peut être intégrée au traitement chez les animaux qui tolèrent mal les effets secondaires de la corticothérapie. Il existe plusieurs protocoles, peu différents les uns des autres, concernant l’administration de l’azathioprine chez le chien. Par exemple : 2 mg/kg/j pendant 2 semaines, puis 1 mg/kg/j pendant 2 semaines ou 1 mois, puis 1 mg/kg 1 jour sur 2 en alternance avec la corticothérapie jusqu’à rémission.

La ciclosporine est une autre molécule immunosuppressive utilisable en traitement adjuvant aux doses habituelles de 5 mg/kg matin et soir en monothérapie (ou une fois par jour, si elle est associée au kétoconazole) [⁸].

Enfin la colchicine peut être proposée pour ses propriétés antifibrotiques démontrées dans les maladies hépatiques [⁸].

7. Pronostic

Le pronostic dépend du degré de fibrose et de la réponse au traitement [⁸]. La récupération clinique est bonne si le traitement est instauré de façon précoce. Les signes cliniques régressent complètement en quelques semaines, mais le traitement doit être conduit pour une durée au minimum de 4 à 6 mois [⁸]. En cas de récidive, la dose initiale doit être à nouveau prescrite. Les rechutes sont souvent dues à un arrêt trop précoce de la corticothérapie ou à une immunosuppression insuffisante [⁸, ¹³].

Conclusion

Lors de trismus, il convient de restaurer prioritairement la fonction masticatrice de façon à permettre une alimentation autonome de l’animal. Le diagnostic de myosite des masticateurs est établi à l’aide d’une analyse histologique et/ou par dosage des anticorps antifibres 2M qui constituent un bon marqueur biologique. Face au délai d’obtention de certains résultats d’analyses, l’administration précoce de corticoïdes constitue la pierre angulaire du traitement.

REMERCIEMENTS

au laboratoire Vétopath pour le prêt d’illustrations.

Références

• 1. Blot S. Myopathies des carnivores domestiques. EMC-Vétérinaire 2. 2005 : 96-117.
• 2. Blot S. Disorders of the skeletal muscles – canine. In : Textbook of veterinary internal medicine. 6^th ed. WB Saunders, Philadelphia. Ed Elsevier. 2005, 901-905.
• 3. Cherel Y, Wyssmann F. Indications réalisation et intérêts des biopsies musculaires. Point Vét. 2007 ; 279 : 14-15.
• 4. Cuddon PA. Electrophysiologie in neuromuscular disease. Vet. Clin. North Small Anim. 2002 ; 32(1): 31-62.
• 5. Dewey CW, Cerda-Gonzales S. Myopathies : disorders of skeletal muscle. In : Dewey CW. A practical guide to canine and feline neurology. 2^nd ed. Willey-Blackwell, Ames. 2008 : 491.
• 6. Evans J, Lavesque D, Shelton GD. Canine inflammatory myopathies : A clinicopathologic review of 200 cases. J. Vet. Intern. Med. 2004 ; 18(5): 679-691.
• 7. Girad N. Syndrome “gueule bloquée”. Congrès annuel AFVAC, Lyon. 2– 4 décembre 2011.
• 8. Melmed C, Shelton GD, Bergman R et coll. Masticatory Muscle myositis : pathogenesis, diagnosis and treatment. Compend. Contin. Educ. Pract. Vet. 2004 ; 26 : 590-605.
• 9. Platt SR, McConnell JF, Garosi LS et coll. Magnetic resonance imaging in the diagnosis of canine inflammatory myopathies in three dogs. Vet. Radiol. Ultrasound. 2006 ; 47(6): 532-537
• 10. Pumarola M, Moore PF, Shelton GD. Canine inflammatory myopathy : analysis of cellular infiltrates. Muscle Nerve. 2004 ; 29 : 782-789.
• 11. Reiter AM, Schwartz T. Computed tomographic appearance of masticatory myositis in dogs : 7 cases (1999-2006). J. Am. Vet. Med. Assoc. 2007 ; 231 : 924-930.
• 12. Ryckman LR, Krahwinkel DJ, Sims MH et coll. Dysphagia as the primary clinical abnormality in two dogs with inflammatory myopathy. J. Am. Vet. Med. Assoc. 2005 ; 226 : 1519-1523.
• 13. Shelton GD, Cardinet GH. Canine masticatory muscle disorders. In : Kirk RW ed. Current veterinary therapy X. WB saunders Co, Philadelphia. 1989 ; 816-819.
• 14. Shelton GD. From dog to man : The broad spectrum of inflammatory myopathies neuromuscular disorders. 2007 ; 17 : 663-670.
• 15. Williams DL. Extraocular Myositis in the dog. Vet. Clin. Small Anim. 2008 : 38 : 347-359.
• 16. Wu X, Li ZF, Brooks R et coll. Protein-C family member myositis recognize a novel myosin binding autoantibodies. J. Immunol . 2007 ; 179 ; 4939-4944.