Le point Vétérinaire Canin n° 319 du 01/10/2011
 

VIROLOGIE FÉLINE

Cas clinique

Marie-Joséphine Barrault*, Delphine Rivière**, Sophie Guionie***


*Clinique vétérinaire des Étangs
43, avenue du Chemin-Vert
95290 L’Isle-Adam
**Laboratoire Scanelis
9, allée Charles-Cros
BP 70006
31771 Colomiers Cedex
***Clinique vétérinaire des Étangs
43, avenue du Chemin-Vert
95290 L’Isle-Adam

La panleucopénie, ou typhus félin, est une virose dévastatrice en collectivité. Une forme atypique, dite “humide”, provoquerait des épanchements. Elle est à différencier de la péritonite infectieuse féline.

Résumé

→ Deux chats, sans lien entre eux, sont examinés pour une dyspnée liée à un épanchement pleural. L’un est un maine coon de 15 semaines et l’autre un chat de maison de 12 ans. Un des épanchements observés est de couleur jaune citrin. Les résultats des examens ont conduit à suspecter une forme atypique de typhus (ou panleucopénie) associée à un épanchement pleural sans trouble digestif associé. Le traitement instauré inclut des thoracocentèses évacuatrices répétées et un soutien de l’état général. Le pronostic de cette forme atypique semble sombre.

Deux chats, sans lien entre eux, sont présentés en consultation pour dyspnée. L’originalité du diagnostic de ces deux cas par rapport aux symptômes unitaires initiaux, permet de mettre en évidence l’importance d’effectuer un diagnostic différentiel rigoureux.

CAS CLINIQUES

1. Cas n° 1

Une chatte âgée de 12 ans non vaccinée, avec un accès à l’extérieur et vivant en collectivité avec une quinzaine d’autres chats chez un particulier, est présentée pour un abattement depuis 2 jours. Elle a été vue par un confrère, qui a réalisé une prise de sang pour analyses (urée, créatinine, glycémie, alanine aminotransférase [Alat], phosphatases alcalines, numération et formule sanguines) dont les résultats se situent dans les normes.

Examen clinique

La chatte présente une dyspnée mixte modérée. Elle est hypotherme (36,8 °C) et les bruits cardiorespiratoires sont diminués ventralement.

Hypothèses diagnostiques

La diminution des bruits respiratoires en région thoracique ventrale permet de limiter les hypothèses étiologiques de la dyspnée à la présence d’un épanchement pleural et/ou d’une masse intrathoracique.

Examens complémentaires

Un examen radiographique de profil droit confirme l’hypothèse d’épanchement pleural.

Après oxygénothérapie en cage, une thoracocentèse échoguidée est réalisée bilatéralement. 60 ml d’un liquide jaune pâle fluide, modérément trouble et non odorant sont recueillis (photo 1). La densité de l’épanchement est de 1,040. L’examen cytologique du culot de centrifugation montre une cellularité modérée, avec une présence de macrophages, de granulocytes neutrophiles non dégénérés, ainsi que quelques cellules mésothéliales et lymphocytes, compatible avec un transsudat modifié.

L’examen échographique du cœur et du médiastin est normal.

Des clichés radiographiques du thorax de face et de profil sont pris après la ponction évacuatrice, afin de mieux évaluer les structures intrathoraciques. Aucune anomalie n’est visualisée.

Des recherches coronavirus et parvovirus par analyse PCR (réaction d’amplification par chaîne, polymerase chain reaction) quantitative sont demandées sur le liquide d’épanchement. Les résultats révèlent l’absence de coronavirus, mais une charge virale élevée en parvovirus.

Traitement et évolution

La chatte reçoit une oxygénothérapie. Le traitement médical comprend des ponctions évacuatrices répétées, des injections intramusculaires de dexaméthasone (Dexazone®, 0,2 mg/kg/j), d’enrofloxacine (Baytril 5 %®, 5 mg/k/j), de furosémide (Dimazon®, 2 mg/kg/12 h), et une perfusion (Ringer lactate®, 40 ml/kg/j). Une sonde naso-œsophagienne est placée afin de faciliter la réalimentation (a/d Hill’s®, 11/2 boîte/j). Cependant, la dégradation de l’état général de l’animal se poursuit et la chatte meurt 10 jours après l’apparition des symptômes.

2. Cas n° 2

Une femelle maine coon de 15 semaines, non vaccinée, sans accès extérieur et vivant avec 5 autres chats chez un particulier est référée à la suite d’un abattement brutal apparu 2 jours auparavant associé à une hyperthermie (41 °C) et à une dyspnée inspiratoire. Des analyses PCR coronavirus (sur sang total) et parvovirus (sur écouvillon rectal) ont été demandées par le vétérinaire référent pour explorer une suspicion de péritonite infectieuse féline (PIF) et de panleucopénie. Le chat reçoit une antibiothérapie (amoxicilline-acide clavulanique, Synulox®, 12,5 mg/kg/12 h per os) dans l’attente des résultats.

Examen clinique

Le chaton présente un développement physique en accord avec son âge. Il est apathique et ses muqueuses sont pâles. La dyspnée inspiratoire est sévère avec discordance. L’auscultation cardiopulmonaire révèle une bradycardie, ainsi qu’une diminution généralisée des bruits respiratoires et cardiaques, soulevant l’hypothèse d’un épanchement pleural important.

Traitement d’urgence

Une oxygénothérapie en cage est initiée pour maximiser la saturation en oxygène tout en diminuant le stress immédiat de l’animal. Elle est poursuivie jusqu’à amélioration de la fonction respiratoire.

Examens complémentaires

Un examen radiographique thoracique latéral droit est réalisé et confirme la présence d’un épanchement pleural (photo 2). Une vue de face n’est pas effectuée en raison de la dyspnée importante du chaton.

La thoracocentèse, pratiquée bilatéralement, permet la récupération de 80 ml d’un liquide jaune citrin, clair, transparent, fluide et non odorant.

L’examen échographique du cœur et du médiastin est normal.

Les résultats de la numération et de la formule sanguines mettent en évidence une leucopénie, une anémie normochrome normocytaire, ainsi qu’une thrombocytopénie (tableau 1).

L’aspect macroscopique de l’épanchement et l’épidémiologie (chaton de pure race, vivant en collectivité) conduisent à suspecter une PIF, et à envoyer le prélèvement ainsi que du sang sur tube EDTA (acide éthylène diamine tétracétique) en vue de recherche de coronavirus par analyse PCR quantitative. Les recherches de coronavirus par analyse PCR se révèlent négatives. La recherche de parvovirus par analyse PCR sur écouvillon rectal demandée par le vétérinaire référent est positive, avec une charge très élevée (2,91 x 108 copies de séquences cibles/écouvillon rectal). L’examen cytologique du liquide d’épanchement montre une cellularité modérée, avec une population inflammatoire à dominante mononucléée compatible avec un transsudat modifié. Il contient également une quantité importante de parvovirus (3,73 x 106 copies de séquences cibles/ml).

Traitement et évolution

Dans l’attente des résultats, le chaton est traité par une oxygénothérapie, des ponctions évacuatrices répétées, des injections intramusculaires de dexaméthasone (Dexazone®, 0,06 mg/kg/j), d’enrofloxacine (Baytril 5 %®, 5 mg/kg/j), une perfusion (Ringer lactate®, 40 ml/kg/j) et un soutien nutritionnel (a/d Hill’s®, 1/2 boîte/j). L’état général du chaton se détériore et il meurt 6 jours après son admission.

3. Cas n° 3 suspect

Étant donné le peu de descriptions de cette forme clinique atypique, il nous semble opportun de mentionner un autre cas pour lequel un diagnostic identique a été suspecté. L’animal est un chaton maine coon femelle de 15 semaines, une sœur de la chatte qui est l’objet du cas n° 2, et vivant avec celle-ci.

Elle a développé, 2 jours après le cas n° 2, des signes généraux (hyperthermie, abattement, anorexie), ainsi qu’un épanchement pleural avec les mêmes caractéristiques macroscopiques. La numération et la formule sanguines présentaient les mêmes anomalies.

L’épidémiologie commune, et la symptomatologie similaire et concomitante chez les deux chatons orientent vers une étiologie infectieuse contagieuse. Un diagnostic présomptif de “typhus humide” est alors établi. Pour des raisons financières, l’analyse PCR du liquide d’épanchement n’a pas été demandée.

Le même traitement a été mis en place. L’animal meurt 4 jours après l’apparition de la dyspnée, soit 2 jours avant la chatte du cas n° 2.

DISCUSSION

1. Définition

En raison de la présence d’une forte charge de parvovirus dans les épanchements et de la présentation clinique atypique pour un typhus, la dénomination de “typhus humide” est proposée, par analogie avec la PIF humide [12]. Une étude récente a déjà mis en évidence l’implication du parvovirus dans la formation d’épanchements abdominaux chez le chaton [12].

2. Étiopathogénie

Les parvovirus sont des virus à ADN simple brin non enveloppés. Ils sont omniprésents dans l’environnement en raison de leur grande résistance. Le parvovirus du chat est le FPV (feline panleukopenia virus), mais les souches canines (CPV2, -2a, -2b et -2c) sont également susceptibles d’infecter le chat et d’entraîner des signes du typhus félin [2, 7]. Dans une étude récente, des typages ont été réalisés sur la totalité des épanchements jaune citrin soumis au laboratoire et contenant une forte charge virale en parvovirus [12]. Ils ont identifié le FPV classique dans 100 % des cas [12].

L’analyse cytologique des épanchements chez ces deux cas était compatible avec un transsudat modifié. De plus, un examen cytologique a été réalisé sur certains des épanchements abdominaux jaune citrin riches en parvovirus et exempts de coronavirus soumis au laboratoire (épanchements soumis à une analyse cytologique choisis de manière aléatoire, le but de l’étude étant l’analyse PCR et non la cytologie) et s’est révélé compatible avec un transsudat modifié [12].

La couleur jaune citrin de certains épanchements liés au parvovirus pourrait s’expliquer par l’hyperbilirubinémie, décrite lors de parvovirose féline avec atteinte hépatique [8]. Les cas nos 2 et 3 ont présenté un épanchement jaune citrin, mais aucun dosage biochimique pour évaluer la fonction hépatique (Asat [aspartate aminotransférase], Alat, bilirubine) n’a été effectué.

Le mécanisme de formation d’épanchements intracavitaires dans des cas d’infection parvovirale reste à élucider. L’hypothèse d’une infection par un nouveau variant en émergence est exclue par le séquençage réalisé [12]. De même, ce séquençage permet d’éliminer la possibilité d’une mutation virale in vivo, laquelle n’est toujours pas prouvée dans le cas de la PIF [1]. Le développement d’une cardiomyopathie associée au parvovirus a été décrit et pourrait conduire à la formation de transsudats modifiés, mais l’examen échocardiographique réalisé sur les cas nos 1 et 2 était normal, excluant cette hypothèse [10]. La présence d’une hypoalbuminémie liée à des pertes digestives (albuminémie non dosée pour les différents cas) pourrait expliquer la formation d’épanchements lors d’infection parvovirale, mais l’absence de signes digestifs est peu en faveur d’une telle proposition (sans pour autant l’exclure totalement), et les épanchements correspondraient alors à des transsudats purs et non à des transsudats modifiés. Des caractéristiques propres à l’hôte pourraient être à l’origine de l’apparition de cette forme atypique.

3. Épidémiologie

En raison de la forte prévalence des infections à parvovirus et d’une réponse immunitaire durable, 75 % de la population féline adulte non vaccinée possède des anticorps [8]. Des symptômes de typhus sont ainsi majoritairement observés chez des animaux jeunes [8, 16]. Dans l’étude de laboratoire, 31 cas d’épanchements abdominaux associés au parvovirus sont survenus chez des chats de moins de 12 mois (condition d’inclusion dans l’étude), et les cas nos 2 et 3 sont âgés de 15 semaines [12]. Cependant, le cas n° 1 a 12 ans. La vie en collectivité et, surtout, l’absence de vaccination quel que soit l’âge prédisposent les chats au typhus, toutes formes confondues [12].

4. Signes cliniques

La formation d’épanchements abdominaux lors d’infection à parvovirus a récemment été montrée. Aucune donnée clinique n’avait été publiée auparavant [12]. Il est ainsi hasardeux de dresser un tableau clinique de suspicion. Hormis la dyspnée liée à l’épanchement pleural, des symptômes généraux (fièvre, apathie, anorexie) étaient présents chez les trois cas, qui ont évolué sur 4 jours (cas n° 3), 8 jours (cas n° 2) et 10 jours (cas n° 1) avant de conduire à la mort. En cas de typhus aigu “classique”, la mort survient dans les 5 premiers jours suivant l’apparition des signes, phase après laquelle l’immunité développée permet la guérison de l’animal [8]. De plus, aucun des trois cas n’a développé de troubles digestifs.

5. Diagnostic

Les points communs de l’anamnèse pour les deux cas confirmés, présents également chez le cas suspect, sont l’absence de vaccination et la vie en collectivité.

La leucopénie est l’anomalie la plus caractéristique du typhus. Or elle n’était présente que chez les cas nos 2 et 3. À noter qu’une neutrophilie est possible en période de guérison du typhus [14]. L’anémie est plus rare en raison de la longue durée de vie des érythrocytes (70 jours chez le chat) et de l’évolution aiguë du typhus [8]. Elle était présente chez les cas nos 2 et 3.

Lors de typhus classique, les pertes hydro-électrolytiques et protéiques digestives entraînent des modifications de l’ionogramme et des valeurs biochimiques. Ces analyses n’ont pas été réalisées en raison de l’absence de trouble digestif. Les cas nos 2 et 3 présentaient un épanchement pleural jaune citrin, transparent, fluide et non odorant. Dans l’étude de laboratoire portant sur 100 cas, 31 % des épanchements abdominaux jaune citrin du chaton contenaient une forte charge virale en parvovirus et non en coronavirus (photo 3, tableau 2) [12]. L’épanchement du cas n° 1 était jaune pâle, fluide, d’opacité modérée et non odorant. Ainsi, comme dans le cas de la PIF humide, l’aspect macroscopique des épanchements associés au FPV semble variable et ne permet pas un diagnostic de présomption.

L’apparition d’un épanchement pleural important chez un chaton dont l’infection à parvovirus était prouvée (cas n° 2 : charge élevée en analyse PCR temps réel sur fèces) a soulevé la question d’un lien entre ces deux faits. Après exclusion des autres causes (non infectieuses) possibles d’épanchement pleural, une analyse PCR quantitative sur le liquide d’épanchement a été proposée, qui s’est révélée fortement positive. La probabilité de ce lien est encore appuyée par la présence de signes similaires et concomitants chez le cas n° 3. Cela oriente vers une hypothèse infectieuse contagieuse. L’analyse PCR quantitative sur épanchement semble donc une méthode intéressante pour diagnostiquer cette forme clinique atypique. D’autres études seraient cependant nécessaires pour obtenir confirmation. Concernant les épanchements abdominaux, il convient d’interpréter avec précaution les résultats d’une analyse PCR simplement qualitative. En effet, dans un contexte de syndrome inflammatoire, une dissémination de virus présents dans le tube digestif (FPV ou le FECV [feline enteric coronavirus,coronavirus félin entéritique]) vers la cavité abdominale pourrait survenir, contaminant alors le liquide d’épanchement.

Une analyse PCR qualitative positive (sans évaluation de la quantité) ou une analyse PCR quantitative faiblement positive ne peuvent confirmer un diagnostic de “typhus humide” ou de PIF humide. En revanche, une analyse PCR quantitative fortement positive permet un diagnostic de présomption. Concernant les épanchements pleuraux, et considérant l’existence d’une phase virémique durant jusqu’à 7 jours en cas d’infection à parvovirus, l’hypothèse est émise que des particules virales diffusent dans le liquide pleural sans être à l’origine de sa formation. Là encore, une analyse PCR quantitative semble donc nécessaire pour appuyer un diagnostic de présomption.

6. Diagnostic différentiel de l’épanchement jaune citrin

Certains facteurs épidémiologiques semblent communs à la PIF humide et au typhus, et sont probablement des facteurs favorisant leur apparition. En effet, le jeune âge ou la vie en collectivité sont deux commémoratifs importants dans l’apparition d’une PIF ou d’une panleucopénie. En revanche, des lignées génétiques ont été identifiées comme prédisposées à la PIF humide, ce qui n’est pas démontré pour le typhus [11].

Si le tableau clinique de la panleucopénie féline “classique” et celui de la PIF humide diffèrent largement, la présentation clinique de ces deux cas ne permettait pas d’orienter le diagnostic vers une panleucopénie féline. A contrario, la présentation clinique des cas nos 2 et 3 était évocatrice de PIF humide.

À l’inverse du typhus, la PIF humide n’entraîne pas toujours d’anomalies hématologiques, et, quand celles-ci existent, elles sont alors diverses et non spécifiques.

Le diagnostic de certitude de PIF humide peut être obtenu par immunofluorescence sur l’épanchement, détectant la présence du coronavirus dans les macrophages de l’hôte [5]. Ce test n’est cependant pas disponible en routine. L’intérêt diagnostique de l’analyse PCR sur l’épanchement est lié à la quantification de la charge virale détectée : une analyse PCR quantitative fortement positive est donc requise [12].

7. Traitement

Le traitement du typhus se limite à un traitement de soutien comprenant une réhydratation avec correction des troubles hydro-électrolytiques, un support nutritionnel précoce en raison du catabolisme protéique constant dans cette espèce et une antibioprophylaxie à large spectre à considérer selon l’ampleur de la leucopénie. La singularité de ces cas réside dans le traitement d’urgence de la dyspnée secondaire à l’épanchement pleural par thoracocentèses. La recollection rapide des épanchements chez les trois cas a motivé en dernier recours un essai thérapeutique par diurétique et corticothérapie. Les diurétiques, clairement délétères lors d’épanchements bactériens par concentration des bactéries et de leurs toxines, n’ont pas prouvé leur intérêt dans le traitement d’une infection virale systémique entraînant la formation d’un épanchement. L’instauration d’une corticothérapie à dose anti-inflammatoire a été motivée par la suspicion initiale d’une vasculite à l’origine des épanchements, puis maintenue en l’absence de maladie cardiaque associée, dans l’espoir de contrôler l’hyperthermie (cas nos 2 et 3), de stimuler la prise de nourriture (les 3 cas) et de maîtriser le processus inflammatoire engendré par l’infection (les trois cas). La pose d’un drain thoracique n’a pas été envisagée en raison du caractère systémique de l’infection et du risque de complications infectieuses dues à la leucopénie associée (cas nos 2 et 3).

L’intérêt thérapeutique de l’interféron lors de parvovirose chez le chien a été mis en évidence dans une étude [9]. Il n’a pas été estimé chez le chat [9]. Cette absence de bénéfice démontré et le coût d’un traitement par interféron ω sont un obstacle à sa prescription.

8. Pronostic

Le pronostic de la panleucopénie est réservé, avec des facteurs péjoratifs connus comme une leucopénie inférieure à 2 x 109/l [14]. Cependant, la mortalité toutes formes de typhus confondues est loin d’être totale, ce qui n’est pas le cas de la PIF dont l’issue est, à ce jour, considérée toujours fatale [3]. L’épanchement jaune citrin du chaton a longtemps été considéré à tort comme quasi pathognomonique de la PIF humide. L’hypothèse est émise par les auteurs que certains cas de guérison de PIF humide non confirmés pourraient résulter d’un diagnostic erroné en faveur d’un typhus humide.

9. Prophylaxie

L’immunité obtenue par un protocole vaccinal bien mené incluant lors de la primovaccination une injection à 16 à 20 semaines d’âge (les anticorps maternels pouvant persister jusqu’à 20 semaines) est excellente et persiste plusieurs années, voire tout au long de la vie du chat [6, 8, 15].

La contagiosité, la pathogénicité, la gravité des infections parvovirales et la résistance du virus sont telles que des mesures sanitaires strictes s’imposent. La présence du virus sur l’écouvillon rectal (cas n° 2) et la contamination probable du congénère (cas n° 3) soulignent l’importance de la connaissance de ces formes atypiques afin de pouvoir les suspecter et de mettre en œuvre les mesures de prophylaxie sanitaire dès l’admission en clinique. Ainsi, l’animal suspect d’une infection parvovirale doit être isolé, idéalement dans une chatterie réservée aux individus infectieux. Les soins doivent être réalisés de manière à respecter la barrière sanitaire mise en place.

L’application d’hypochlorite de sodium (eau de Javel à 0,175 à 3 % de chlore actif) sur une surface propre est facile d’emploi et peu coûteuse, mais efficace contre le parvovirus si un temps de contact de 10 minutes est respecté [4, 13]. Le peroxymonosulfate de potassium (Virkon®) présente également une activité intéressante [4]. L’efficacité des ammoniums quaternaires est, en revanche, modérée, celle de l’alcool inconstante, et la chlorhexidine est inactive.

Conclusion

L’intérêt de ces deux cas réside dans la description originale d’une forme de panleucopénie féline peu rapportée jusqu’à présent, avec pour signe d’appel principal un épanchement pleural. L’absence de trouble digestif n’a pas permis de suspecter initialement une forme aiguë de parvovirose féline. De plus, l’aspect macroscopique jaune citrin de certains de ces épanchements est évocateur en première intention d’un liquide de PIF. Un diagnostic erroné de présomption forte de PIF peut donc être aisément établi si des tests de laboratoire adaptés ne sont pas réalisés.

Ainsi, l’analyse PCR en temps réel semble être un outil intéressant qui associe une sensibilité élevée et une haute spécificité si elle est pratiquée sur le liquide d’épanchement.

La parvovirose semble pouvoir provoquer la formation d’un épanchement et appartiendrait alors au diagnostic différentiel de la PIF humide. Sa recherche est conseillée en particulier chez les chatons ou les chats dont l’historique vaccinal est inconnu lors de l’apparition de transsudats modifiés non cardiogéniques.

Références

  • 1. Brown MA, Troyer JL, Pecon-Slattery J et coll. Genetics and pathogenesis of feline infectious peritonitis virus. Emerg. Infect. Dis. 2009;15(9):1445-1452.
  • 2. Decaro N, Buonavoglia D, Desario C et coll. Characterisation of canine parvovirus strains isolated from cats with feline panleukopenia. Res. Vet. Sci. 2010;89(2):275-278.
  • 3. De Groot-Mijnes JDF, Van Dun JM, Van der Most RG et coll. Natural history of a recurrent Feline coronavirus infection and the role of cellular immunity in survival and disease. J. Virol. 2005;79(2):1036-1044.
  • 4. Eleraky NZ, Potgieter LN, Kennedy MA. Virucidal efficacy of four new disinfectants. J. Am. Anim. Hosp. Assoc. 2002;38(3):231-234.
  • 5. Ettinger SJ, Feldman EC. Other feline viral diseases. In : Gaskell RM, Dawson S, Radford A. Textbook of Veterinary Internal Medecine Expert Consult. 7e ed. Vol. 1st. Ed. Saunders Elsevier, St Louis. 2010:949-950.
  • 6. European Advisory Board on Cat Diseases. ABCD guidelines on Feline panleukopenia. Disponible sur le site de l’ABCD: http://www.abcd-vets.org/guidelines/pdf/abcd_fpv_guidelines.pdf.
  • 7. Gamoh K, Shimazaki Y, Makie H et coll. The pathogenicity of canine parvovirus type-2b, FP84 strain isolated from a domestic cat, in domestic cats. J. Vet. Med. Sci. 2003;65(9):1027-1029.
  • 8. Greene CE, Schultz RD. Feline parvovirus infections. In : Infectious diseases of the Dog and Cat. 3e ed. Saunders Elsevier, St Louis. 2006:78-88.
  • 9. Mari K, Maynard L, Eun HM et coll. Treatment of canine parvoviral enteritis with interferon-omega in a placebo-controlled field trial. Vet. Rec. 2003;152(4):105-108.
  • 10. Meurs KM, Fox PR, Magnon AL et coll. Molecular screening by polymerase chain reaction detects panleukopenia virus DNA in formalin-fixed hearts from cats with idiopathic cardiomyopathy and myocarditis. Cardiovasc. Pathol. 2000;9(2):119-126.
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  • 12. Rivière D, Boucraut-Baralon C. The kitten straw-colored abdominal fluid: FIP or Panleukopenia? About 31 cases-20th ECVIM-CA & 9th ESFM Annual Meeting. J. Vet. Intern. Med. 2010;24:1539.
  • 13. Scott FW. Virucidal disinfectants and feline viruses. Am. J. Vet. Res. 1980;41(3):410-414.
  • 14. Squires RA. Feline panleukopenia. The Merck Veterinary Manual. 2008. Disponible en ligne.http://www.merckvetmanual.com/mvm/index.jsp?cfile=htm/bc/57100.htm&word=panleukopenia.
  • 15. Truyen U, Addie D, Belak S et coll. Feline panleukopenia. ABCD guidelines on prevention and management. J. Feline Med. Surg. 2009;11(7):538-546.
  • 16. Zoran DL. The cat with signs of acute small bowel diarrhea. In : Rand J. Problem-based feline medicine. 1re ed. Ed. Saunders Elsevier, St Louis. 2006:723-724.

Points forts

→ L’infection par un parvovirus chez le chat semble pouvoir induire des épanchements pleuraux.

→ Les chats adultes non vaccinés sont également à risque.

→ D’après une étude récente, 30 % des épanchements abdominaux jaune citrin du chaton sont dus au parvovirus et non au coronavirus.

→ Une analyse PCR (polymerase chain reaction) simplement qualitative de parvovirus ou de coronavirus sur un épanchement abdominal a peu de valeur diagnostique car la charge virale n’est pas connue. L’analyse PCR quantitative est indispensable.

1. Liquide d’épanchement pleural du cas n° 1. Noter la couleur jaune du prélèvement.

2. Cliché radiographique thoracique du cas n° 2, profil droit. Noter la rétractation des lobes pulmonaires et la perte de contraste dans les régions cardiaque et diaphragmatique ventrale, et la présence d’un épanchement pleural important. Une dilatation aérique de l’estomac due à la dyspnée est observée.

3. Liquide d’épanchement abdominal jaune citrin prélevé chez un chat, à forte charge virale en parvovirus et négatif en coronavirus par analyse PCR temps réel.

TABLEAU 1
Numération et formule sanguines des cas nos 2 et 3 au jour de l’hospitalisation

TABLEAU 2
Comparaison des analyses entre un épanchement de PIF typique et les 3 cas

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