Le point Vétérinaire Canin n° 309 du 01/10/2010
 

PVC

CHIRURGIE DES REPTILES

Pas à pas

Norin Chai

Ménagerie du jardin des Plantes
Muséum national d’Histoire naturelle
57, rue Cuvier
75005 Paris

La castration par endochirurgie est une technique moins traumatisante que les procédures classiques. Elle induit une douleur postopératoire moindre et un retour plus rapide à la norme. Cette méthode est cependant déconseillée chez les animaux obèses (l’accumulation de graisse rend l’exploration et les gestes chirurgicaux difficiles) et chez ceux qui présentent une insuffisance cardiaque, une insuffisance respiratoire grave, des troubles de la coagulation ou une ascite.

→ Les lézards (Scincidés, Iguanidés, Helodermatidés, Agamidés et Geckonidés) ne possèdent pas de cloisonnement de la cavité pleuro-péritonéale. Seul le cœur est isolé dans un péricarde. Il est placé cranialement dans la cavité pleuro-péritonéale entre les épaules. Caudalement au cœur se trouve le foie, près du centre du corps. Les intestins sont fixés dorsalement par le mésentère. Deux corps gras symétriques latéraux et caudaux sont présents dans la cavité péritonéale. Les gonades sont fixées dorsalement et caudalement, relativement proches de l’aorte. À droite, la gonade est située à côté de la veine cave. À gauche, elle est séparée de la veine cave par la glande surrénale.

→ Le matériel d’endoscopie est composé d’un système d’insufflation contrôlée, d’une optique rigide reliée à une source lumineuse, d’une instrumentation permettant la préhension (pinces à préhension), la coagulation (pinces bipolaires), la dissection (ciseaux) et d’un système d’imagerie (caméra, moniteur). Le diamètre est adapté à la taille de l’animal, en général entre 1,9 et 4 mm. Les optiques de 2,7 mm correspondent bien à des reptiles pesant entre 50 et 20 kg de poids vif. La lentille doit offrir un champ de vision avec un angle de vue à 30° et donner plus de flexibilité pour varier l’observation d’un organe.

→ Après une diète de 48 heures (pour la plupart des espèces de lézards rencontrées), le protocole anesthésique à base de propofol (5 mg/kg, par voie intraveineuse) avec, éventuellement, un relais gazeux (isoflurane, 0,5 à 1,5 %, véhiculé par 2 l/min d’oxygène) est mis en œuvre. D’autres protocoles sont possibles.

Le lézard est placé en décubitus latéral droit. cette position offre une meilleure visualisation des organes, à l’exception des lézards aplatis ventro-dorsalement (agame barbu, uromastix). Avant toute manipulation, une bonne insufflation (entre 2 et 3 l/min) de la cavité et une exploration complète sont de règle.

La fermeture des plans chirurgicaux repose surtout sur la solidité du plan cutané. La membrane cœlomique, souvent fine et fragile, et le tissu conjonctif faible à inexistant ne peuvent représenter des plans de suture suffisants. Le temps d’absorption des fils est plus long chez les reptiles. Empiriquement, il nous semble que les fils non résorbables induisent une cicatrisation plus rapide. Des points en “u” éversants sont indiqués pour le plan cutané.

→ Le retrait des points, si celui-ci a lieu, s’effectue entre 4 et 6 semaines. En phase postopératoire, l’animal est placé dans un milieu avec une température d’ambiance à la limite supérieure de sa température moyenne préférée. Une antibioprévention (Baytril(r), enrofloxacine, 10 mg/kg/48 h, par voie intramusculaire, pendant 10 jours) et une analgésie (Metacam(r), méloxicam, 0,4 mg/kg/j, par voie intramusculaire, pendant 3 jours) sont réalisées. L’idéal est d’hospitaliser l’animal dans un endroit calme, chaud, sombre et propre. Les bains sont déconseillés pendant au moins 1 semaine.

Les complications sont d’ordre général. Aucune n’a été décrite comme spécifiquement liée à la technique.

En savoir plus

– Chai N. Endoscopie chez les reptiles. Pratique des animaux sauvages et exotiques. 2005;5(2):11-14.

– Divers SJ. An introduction to reptile endoscopy. Proceedings of the 5th Annual Conference of the Association of Reptilian and Amphibian Veterinarians, Kansas City. 1998:41-45.

– Divers SJ. Endoscopy of reptiles. Proceedings of the North American Veterinary Conference, Orlando. 2000:937-940.

– Murray MJ, Schildger B, Taylor M. Endoscopy in birds, reptiles, amphibians and fish. Endo-Press, Tuttlingen. 1998:53-62.

– Silverman S, Janssen DL. Diagnostic imaging. In: Mader DR. Reptile medicine and surgery. WB Saunders Company, Philadelphia. 1996:258-264.

– Stahl S, Divers SJ. Introduction to rigid endoscopy in lizards. Proceedings of the North American Veterinary Conference, Orlando. 1999:797-798.

– Stetter MD. Imaging healthy and ill reptiles. Proceedings of the North American Veterinary Conference, Orlando. 1998:819-820.

1. Mise en évidence de façon empirique de la segmentation du thorax-abdomen chez l’hydrosaure (Hydrosaurus pustulatus) en décubitus latéral droit. L’animal est anesthésié et préparé chirurgicalement. Le point d’insertion de l’endoscope se situe au milieu d’une zone délimitée par la dernière côte cranialement, le processus transverse des vertèbres lombaires dorsalement, la musculature du membre pelvien caudalement, et les veines abdominale et pelvienne ventralement. La peau est incisée selon un axe horizontal dans cette zone sur 1 cm à l’aide d’une lame de scalpel. La couche musculaire ainsi mise en évidence est disséquée à l’aide de ciseaux pour permettre l’entrée de l’optique avec sa chemise.

2. Position en triangulation de l’optique et des instruments. L’optique est placé entre le deuxième et le dernier tiers du segment. Sur un même plan horizontal sont placés les ciseaux/la pince bipolaire et la pince à préhension, respectivement cranialement à l’optique, en regard du dernier espace intercostal (de 2 à 3 cm), et caudalement (de 2 à 3 cm), juste en avant de la musculature du membre pelvien.

3. Visualisation du testicule gauche et, par transparence, du testicule droit. À gauche, le testicule est presque accolé à la glande surrénale. À droite, les deux organes sont séparés par la veine cave caudale. Noter la visualisation du testicule droit par transparence (ventralement au testicule gauche).

4. Mise en évidence du testicule gauche. Le testicule est tiré avec la pince à préhension. Cela permet de le séparer des structures adjacentes (glande surrénale et vascularisation) et de mettre en évidence le ligament testiculaire.

5. Individualisation du testicule gauche. Le testicule gauche est disséqué à l’aide des ciseaux en débutant cranialement afin de l’individualiser des structures adjacentes (notamment de la glande surrénale).

6. Incision du ligament testiculaire. Le mesorchium et les vaisseaux associés sont délicatement cauthérisés à l’aide de la pince bipolaire, puis incisés aux ciseaux.

7. Retrait du premier testicule. Le testicule est extrait par l’orifice le plus caudal à l’aide de la pince à préhension.

8. Dissection du second testicule. Après le retrait du premier testicule, la même technique est utilisée pour le second.

9. Coagulation du pédicule vasculaire du second testicule avec une pince bipolaire. Si le testicule est suffisamment surélevé, la pince bipolaire peut être utilisée pour coaguler en masse le ligament testiculaire, ainsi que sa vascularisation.

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