Le point Vétérinaire n° 298 du 01/09/2009
 

Reproduction des NAC

Mise à jour

LE POINT SUR…

Anne Gogny*, Francis Fiéni**


*Service de reproduction des animaux de compagnie Centre hospitalier vétérinaire
**Unité de biotechnologie et pathologie de la reproduction ENV de Nantes Atlanpôle La Chantrerie BP 40706 44307 Nantes Cedex 3

Les indications de stérilisation sont nombreuses chez le rat mâle. Pour le praticien débutant, la technique de castration par voie abdominale est à privilégier.

Résumé

Chez le rat mâle, la castration permet de contrôler la reproduction et certaines formes d’agressivité, de traiter les tumeurs testiculaires et de prévenir les séborrhées androgéno-dépendantes. L’un des protocoles anesthésiques s’appuie sur un mélange d’isoflurane et d’oxygène, administré avec un masque. L’analgésie est contrôlée avec de la morphine et des anti-inflammatoires non stéroïdiens.

L’intervention est simple, mais nécessite une approche soigneuse en raison de la petite taille des animaux. Les techniques opératoires possibles sont la castration par voie abdominale, par voie scrotale à testicules découverts ou à testicules couverts.

La place du rat grandit auprès des propriétaires d’animaux de compagnie. Compte tenu de la prolificité de cette espèce et de la durée de gestation courte, la stérilisation des animaux peut être nécessaire pour les personnes qui possèdent plusieurs individus de sexes opposés (encadrés 1 et 2). Les principales espèces rencontrées comme animaux de compagnie sont le rat noir (Rattus rattus), originaire de l’Inde et de la péninsule malaisienne, et le rat norvégien ou rat brun (Rattus norvegicus), dont dérive le rat albinos, et qui provient d’Asie. Les souches utilisées en recherche proviennent majoritairement du rat norvégien [10].

Considérations préopératoires

1. Indications

Chez le rat, les principales indications de la castration sont :

– le contrôle de la reproduction dans les situations où un mâle vit avec une ou plusieurs femelles ;

– l’agressivité des mâles ;

– l’exérèse des tumeurs testiculaires, fréquentes dans cette espèce ;

– la prévention ou le traitement des séborrhées sévères, androgéno-dépendantes.

2. Contention du rat

En général, le rat se laisse manipuler. Il peut parfois s’impatienter et menacer. Dans ce cas, il prévient par des claquements de dents. Lorsqu’il est coopératif, la meilleure méthode consiste à le tenir par le thorax, en veillant à ne pas trop serrer pour ne pas l’empêcher de respirer (photo 2). Il est nécessaire de maintenir le train arrière chez les animaux lourds. Il est déconseillé de saisir le rat par la queue car celle-ci est fragile, surtout en partie distale. Ce type de contention peut donc conduire à une section traumatique de la queue (comme chez la gerbille). Il est possible d’attraper un rat par la peau du cou, juste derrière les oreilles, mais cette façon de procéder est très stressante pour l’animal (photo 3).

3. Mesures pré– et peropératoires

Le rat mange principalement la nuit et le petit volume de son estomac le conduit à s’alimenter de façon fractionnée. Dans ces conditions, une diète alimentaire préalable à l’intervention n’est pas indiquée car elle pourrait conduire à une hypoglycémie.

De plus, la conformation anatomique de l’estomac, avec une crête interne qui rigidifie l’ensemble gastrique, rend le vomissement impossible dans cette espèce [10].

4. Protocole anesthésique

De nombreux protocoles anesthésiques, fixes ou volatils, sont utilisables chez le rat [8]. Cependant, la mortalité péri-opératoire est relativement élevée dans cette espèce : 2 % contre 0,1 à 0,2 % chez le chien et le chat, tous types d’intervention confondus [4]. Il convient donc d’accorder une attention particulière aux points suivants :

– un examen clinique soigneux est à réaliser, car les rats sont prédisposés aux maladies respiratoires et digestives, et aux troubles de l’hydratation, tous susceptibles d’interférer avec le protocole anesthésique ;

– comme tous les animaux de petite taille, le rat est sujet à l’hypothermie induite par l’anesthésie. Il est possible de la limiter en utilisant des tapis chauffants ou des bouillottes pendant la castration, et en plaçant l’animal en couveuse dès la fin de l’intervention ;

– les rats sont facilement stressés par la manipulation. Cela engendre des réactions neurovégétatives, qui provoquent ou accentuent les modifications induites par l’anesthésie [4].

Une méthode consiste à utiliser une cage à induction. Celle-ci peut être fabriquée à partir d’une boîte en plastique étanche et transparente, percée d’un trou permettant le branchement du tuyau d’arrivée des gaz anesthésiques (photo 4). Les boîtes à induction pour petits animaux commercialisées par les centrales d’achat coûtent plus cher, mais elles présentent l’intérêt de permettre le branchement d’un aspirateur et d’un filtre, ce qui prévient les émanations de gaz anesthésiques dans la pièce de travail.

L’anesthésie est induite dans la boîte à induction, puis maintenue au moyen d’un masque. Il est aussi possible d’intuber la trachée avec une sonde mammaire métallique pour vache, ce qui permet un branchement direct du circuit anesthésique sur l’appareil respiratoire, mais cela demande un peu de dextérité.

Actuellement, le gaz anesthésique vétérinaire le moins toxique, pour les animaux comme pour le personnel, est l’isoflurane. Il convient toutefois de limiter au maximum les fuites, en déterminant le débit de gaz insufflé strictement nécessaire (1 à 1,5 l) et en vérifiant que le masque est fixé sur le museau du rat de façon étanche (photo 5). Le débit d’oxygène nécessaire est proportionnellement plus important que pour les animaux de plus gros volume, pour éviter l’espace mort dans les tuyaux. Le pourcentage d’isoflurane, de l’ordre de 2 %, est à ajuster au degré de narcose obtenu. Il est parfois nécessaire de délivrer des doses assez élevées.

L’hypothermie modifie le métabolisme de l’animal, ce qui augmente les effets des substances anesthésiques et prolonge leur action en ralentissant leur élimination. Aussi, dans le cas des animaux de petite taille tels que le rat, il est important de la contrôler. Une lubrification cornéenne est recommandée (Ocrygel®).

5. Protocole analgésique et antibioprévention

L’analgésie est à contrôler avec de la morphine diluée au dixième, par injection sous-cutanée. Les doses préconisées varient de 0,2 à 5 mg/kg [3, 7]. Selon notre expérience, une dose de 0,2 mg/kg, éventuellement administrée à plusieurs reprises pendant et après l’intervention, suffit à prévenir la douleur. Cependant, les éléments qui permettent d’évaluer la douleur chez le rat ne sont pas bien connus, il est donc difficile de savoir si l’animal a mal ou pas. Il est possible d’utiliser d’emblée une dose un peu plus élevée, de l’ordre de 0,5 mg/kg. Un anti-inflammatoire non stéroïdien peut être également utilisé, seul ou associé à la morphine (Métacam injectable®, méloxicam 0,3 mg/kg par voie sous-cutanée).

L’antibioprévention n’est pas nécessaire si l’intervention a été menée dans de bonnes conditions d’asepsie. Si une infection potentielle n’est pas exclue, différents antibiotiques peuvent être prescrits (Baytril buvable veaux®, enrofloxacine, 2,5 à 5 mg/kg, deux fois/jour, per os).

Techniques opératoires

Plusieurs techniques de castration sont décrites :

– par voie abdominale ;

– par voie scrotale à testicules découverts ;

– par voie scrotale à testicules couverts.

Lors de castration par voie scrotale (à testicules découverts ou couverts), les plaies chirurgicales ont tendance à être en contact direct avec le sol au cours des déplacements de l’animal. Cela peut occasionner de la douleur et favoriser les inflammations, les infections et l’automutilation. Toutefois, lorsque le chirurgien est expérimenté, ces complications restent rares. Chez le rat, les anneaux inguinaux restent ouverts toute la vie de l’animal. Il est donc indispensable de fermer la tunique vaginale externe lors de castration par voie scrotale à testicules découverts, afin de s’affranchir du risque non négligeable de hernie inguinale [8]. Au contraire, la castration par voie abdominale permet de mieux contrôler les complications postopératoires (moins d’infections, moins de déhiscences de sutures, pas d’éventration possible par les anneaux inguinaux) (tableau). Cette méthode présente néanmoins l’inconvénient de nécessiter l’ouverture de la cavité abdominale et d’être un peu plus lourde pour les animaux. De plus, il existe un risque de léser des organes abdominaux.

1. Castration par voie abdominale

Temps préopératoire

L’animal est placé en décubitus dorsal sur le tapis chauffant. Les membres postérieurs sont fixés sur la table au moyen d’un morceau d’adhésif. La zone opératoire est rasée après avoir mouillé le poil avec un savon désinfectant (Vétédine savon® par exemple) et désinfectée avec une solution compatible (photo 6). Lors de la désinfection, il est important de bien rincer les produits iodés, qui possèdent une certaine toxicité et qui sont susceptibles d’avoir des effets d’autant plus marqués que l’animal est petit. Il est conseillé de réchauffer les produits de désinfection, afin de ne pas aggraver l’hypothermie qui résulte de l’anesthésie.

Temps opératoire

Les plans cutané et sous-cutané sont incisés à la lame froide en regard de la ligne blanche. Celle-ci est ponctionnée au bistouri, puis ouverte sur 3 cm environ avec des ciseaux de Metzenbaum ou sur une sonde cannelée, en prenant garde à ne pas léser les tissus sous-jacents (photo 7). Un testicule est repoussé depuis le scrotum vers l’intérieur de la cavité abdominale à travers les anneaux inguinaux. En raison du volume important de ces organes chez le rat, la mobilisation les conduit à affleurer sous la plaie de cœliotomie et les rend faciles à extérioriser (photos 8 et 9). Le ligament fibro-épididymaire est rompu avec précaution et le cordon de chaque testicule est ligaturé avec un fil résorbable de petit diamètre (décimale 2, par exemple), puis sectionné (photo 10). Le corps adipeux rétroépididymaire situé dans le prolongement du testicule peut être ôté [5]. Le second testicule est excisé de la même façon.

La paroi musculaire abdominale est reconstruite avec des points simples. Il est recommandé de réaliser un surjet sous-cutané ou intradermique, avec un fil résorbable de faible décimale (par exemple 1,5 ou 2). Le plan cutané peut aussi être refermé avec des points séparés (fil de suture monofilament, de préférence) ou des agrafes de Michel (photo 11).

2. Castration par voie scrotale

À testicules découverts

L’animal anesthésié est placé en décubitus dorsal et la zone périscrotale est rasée et désinfectée. Une incision est réalisée ventralement sur le scrotum. Le testicule couvert est dégagé et la tunique vaginale est incisée sur quelques millimètres, de façon à permettre l’extériorisation du testicule.

Le ligament fibro-épididymaire est rompu soigneusement. Le cordon testiculaire est ligaturé avec du fil résorbable de petit diamètre (décimale 2 ou plus petit), puis sectionné distalement à la ligature [5, 9]. Il est aussi possible de réaliser un nœud en 8 du cordon, avec une pince hémostatique de type pince de Leriche [5].

Le corps adipeux rétroépididymaire peut être retiré ou pas. Le laisser en place limiterait les risques de hernie inguinale.

La tunique vaginale est suturée avec du fil résorbable fin (décimale 1,5), puis la plaie scrotale est refermée avec le même fil (ou un fil résorbable de décimale 2) par 2 points simples ou un point en U.

À testicules couverts

L’animal anesthésié est placé en décubitus dorsal et la zone périscrotale est rasée et désinfectée. Une incision scrotale unique, située sur le raphé médian au tiers caudal du scrotum, permet d’extérioriser les deux testicules. Le cordon est ligaturé avec du fil résorbable fin (décimale 2) en prenant soin de placer la ligature cranialement au corps adipeux rétrotesticulaire.

L’incision scrotale peut être suturée, mais cela n’est pas obligatoire [5, 9, 12]. De la colle chirurgicale peut être utilisée.

Soins postopératoires

L’animal est laissé dans un local chauffé entre 30 et 32 °C pendant toute la durée de son réveil, en prévention de l’hypothermie, fréquente dans cette espèce [3]. Les autres soins sont classiques (analgésie, surveillance de la température rectale, mesure des fréquences cardiaque et respiratoire, évaluation de la couleur des muqueuses, surveillance de la plaie opératoire, etc.). Il est possible de réhydrater partiellement les animaux par une injection sous-cutanée de chlorure de sodium 0,9 %. La quantité à administrer correspond à environ 5 % du poids vif [3]. Aucun pansement n’est mis en place.

Le rat peut présenter au réveil des écoulements oculaires de couleur rouge. Il s’agit d’une chromodacryorrhée : un pigment, la porphyrine, sécrétée de façon physiologique par les glandes de Harder, qui sont situées en arrière de chaque globe oculaire. Cette sécrétion augmente à la suite d’un stress ou de la douleur postopératoire. Le rôle de cette substance est mal connu. Elle protégerait l’œil vis-à-vis de la lumière. Ce pigment vire au rouge lorsqu’il est exposé aux UV.

Une surveillance de la reprise alimentaire est de mise. Les animaux mangent, en général, spontanément dans les 2 heures postopératoires.

La litière est à remplacer localement pendant quelques jours par un substrat non irritant (serviette, tee-shirt, alèse).

Les rats castrés sont à isoler de leurs congénères durant quelques jours.

Si elles sont présentes, les sutures cutanées sont retirées 7 à 8 jours plus tard.

La castration du rat permet de limiter les comportements agressifs des mâles qui vivent en collectivité. Elle permet également de contrôler la reproduction.

Bien qu’elles nécessitent une approche soigneuse en raison de la taille des animaux, les méthodes de castration sont faciles à mettre en œuvre. Il convient d’attacher une importance toute particulière à la douleur, d’autant plus difficile à contrôler qu’elle est délicate à évaluer dans cette espèce, et à l’hypothermie, inversement proportionnelle à la taille de l’animal.

Les méthodes de castration utilisées chez les carnivores ne sont pas conseillées chez le rat, en raison du risque d’infection lié à la contamination des plaies scrotales. Une approche par cœliotomie est donc davantage recommandée.

Références

  • 1 – Albert DJ, Walsh ML, Gorzalka BB et coll. Testosterone removal in rats results in a decrease in social aggression and a loss of social dominance. Physiol. Behav. 1986;36(3):401-407.
  • 2 – Barfield RJ, Busch DE, Wallen K. Gonadal influence on agonistic behavior in the male domestic rat. Horm. Behav. 1972;3(3):247-259.
  • 3 – Boussarie D. Consultation des petits mammifères de compagnie. Éd. Point Vétérinaire, Maisons-Alfort. 2003:218p.
  • 4 – Brodbelt D. Perioperative mortality in small animal anaesthesia. Vet. J. 2008; sous presse.
  • 5 – Cau D. Opérations de convenance chez le furet, les rongeurs et les lagomorphes de compagnie. Thèse vétérinaire, Nantes. 2001;52:199p.
  • 6 – Flannelly KJ, Thor DH. Territorial aggression of the rat to males castrated at various ages. Physiol. Behav. 1978;20(6):785-789.
  • 7 – Gonzalez MI, Field MJ, Bramwell S et coll. Ovariohysterectomy in the rat : a model of surgical pain for evaluation of pre-emptive analgesia ? Pain. 2000;88(1):79-88.
  • 8 – Hannah EO. Rats and mice. In : Meredith A, Redrobe S. BSAVA Gloucester. Manual of Exotic Pets. 4th ed. 2002:14-25.
  • 9 – Jenkins JR. Surgical sterilization in small mammals. Spay and castration. Vet. Clin. North Am. Exot. Anim. Pract. 2000;3(3):617-627.
  • 10 – O’Malley B. Clinical anatomy and physiology of exotic species. 1st ed. Elsevier Saunders, Philadelphie. 2005:269p.
  • 11 – Pholpramool C, Sornpaisarn L. Fertility and electrolyte composition of the rat cauda epididymal plasma and spermatozoa before and after castration. Contraception. 1980;22(6):673-681.
  • 12 – Rosenthal K, Forbes NA, Frye FL et coll. Rapid review of exotic animal medicine and husbandry. Pet mammals, birds, reptiles, amphibians and fish. Ed. Manson publishing. 2008:320p.
  • 13 – Taylor GT, Bartko G, Farr S. Gonadal hormones and conspecific marking in male rats. Horm. Behav. 1987;21(2):234-244.

Encadré 1 : Effets de la castration

Agressivité

• Le rat est une espèce sociale, qui vit en bandes organisées. La reconnaissance entre individus s’effectue par l’odorat et les animaux communiquent entre eux par des sifflements aigus et les ultrasons.

• Les rats qui vivent en groupe établissent des relations hiérarchiques qui limitent les comportements agressifs, mais les rats mâles manifestent toute leur vie des comportements agonistiques. Bien qu’un équilibre s’établisse le plus souvent, ces comportements peuvent devenir violents si les groupes sont remaniés et que de nouveaux individus sont introduits, ou si de jeunes rats mâles cherchent à changer de statut social au moment de la puberté. Les femelles gestantes ou allaitantes peuvent également adopter des comportements dominants qui, en modifiant la hiérarchie, génèrent des altercations. Lorsque ces agressions sont liées à l’action de la testostérone, la castration peut les limiter. Les comportements agressifs provoqués par la peur ou la nécessité de défendre un territoire ne sont pas résolus par la castration. Ainsi, un déficit de socialisation durant les 6 premières semaines de vie des rats ou une surdensité animale peuvent occasionner de l’agressivité. Dans ce dernier cas, séparer les rats en plusieurs petits groupes suffit à régler les conflits.

• Chez le rat mâle, la castration réduit les agressions. Les animaux castrés sont plus rarement à l’origine des conflits [2]. De plus, l’agressivité dirigée vers les intrus est réduite de 85 % [1].

• En collectivité, les rats mâles castrés perdent leur statut dominant, ce qui peut induire un remaniement hiérarchique et l’apparition de comportements agressifs chez les autres individus non castrés [1]. Les rats mâles castrés du groupe sont deux fois moins attaqués que les animaux entiers et, s’ils ont été castrés avant la puberté, ils ne sont presque jamais la cible des autres rats. Cela peut faciliter l’introduction d’un animal dans un groupe constitué [6].

Marquage urinaire

La castration diminue le marquage urinaire et le réduit à environ 20 % en 2 à 3 semaines, puis à 3 % après 2 mois [13].

Obésité

Après la castration, les rats ont tendance à prendre un peu de poids (5 % de graisse supplémentaire par rapport à un animal non castré). Or l’obésité provoque une diminution de l’espérance de vie et une augmentation des pododermatites.

Stérilité

Après la castration, il peut persister des spermatozoïdes potentiellement fécondants dans les voies épididymaires. Il est recommandé de ne pas mettre les rats mâles récemment castrés en contact avec des femelles dans les 10 jours qui suivent la stérilisation [11].

Encadré 2 : Données biologiques

• Durée de vie : 2 à 3,5 ans.

• Poids moyen : 200 à 400 g.

• Descente testiculaire : entre 30 et 40 jours [10].

• Âge de la puberté : 6 à 8 semaines.

• Durée de la gestation : 20 à 22 jours.

• Prolificité : 6 à 16 ratons.

• Anatomie : les deux sacs scrotaux sont bien divisés, le pénis possède un os pénien [10]. Les canaux inguinaux sont larges (8 à 12 mm de diamètre) et ouverts, ce qui permet le déplacement des testicules dans la cavité abdominale. Le rat possède deux paires de glandes prostatiques, dont l’un des lobes se situe le long des deux glandes séminales, arquées et lobulées, et de taille volumineuse.

• Taille des testicules : 20 x 14 mm (photo 1) [10].

• Température rectale : 37 à 38 °C.

• Fréquence respiratoire : 85 mouvements par minute.

• Fréquence cardiaque : 300 à 500 battements par minute.

POINTS FORTS

• Chez le rat, l’anesthésie nécessite des doses plus élevées que chez les carnivores.

• En raison de sa petite taille, le rat est sujet à l’hypothermie.

• Les techniques de castration utilisées chez les carnivores ne sont pas recommandées chez le rat.

• Il est nécessaire de suturer la tunique vaginale pour prévenir les hernies inguinales lors de castration à testicules découverts.

• Il est indispensable de prévenir la douleur au moyen de morphine et d’anti-inflammatoires non stéroïdiens.

EN SAVOIR PLUS

Le Point Vétérinaire, numéro spécial 2009, Chirurgie et dentisterie des petits mammifères de compagnie, à paraître.

Anatomie des testicules du rat. Chez le rat, les testicules sont très développés, avec une taille d’environ 20 x 14 mm.

Vue peropératoire lors d’une castration par voie abdominale chez le rat. Une unique ligature englobe le cordon testiculaire dans son ensemble. Du fil résorbable tressé (ici, du fil polyglycolique) peut être utilisé.

Vue peropératoire lors d’une castration par voie abdominale chez le rat. Les agrafes de Michel, très peu onéreuses, présentent l’intérêt d’être faciles à poser et de ne pouvoir être rongées par le rat. Cepen-dant, il arrive qu’elles tournent sur elles-mêmes, ce qui oblige à rendormir l’animal pour les ôter.

Technique de contention du rat. Lorsqu’il est coopératif, la meilleure méthode consiste à tenir le rat par le thorax, en veillant à ne pas trop serrer pour ne pas l’empêcher de respirer.

Technique de contention du rat. Une autre méthode de contention consiste à saisir le rat par la peau derrière les oreilles, mais cette méthode est très stressante pour l’animal.

Induction de l’anesthésie chez le rat. Elle est réalisée avec un mélange d’isoflurane et d’oxygène, dans une boîte étanche et transparente.

Maintenance de l’anesthésie chez le rat. Le masque doit être fixé de façon étanche sur le museau du rat, de façon à prévenir les fuites de gaz anesthésiques dans le bloc opératoire.

Préparation chirurgicale. Lors de castration par voie abdominale, la zone opératoire est située en regard de la ligne blanche. L’utilisation de savon permet de faciliter le rasage.

Vue peropératoire lors d’une castration par voie abdominale chez le rat. L’ouverture de la ligne médiane peut être effectuée aux ciseaux de Metzenbaum, après ponction de la ligne blanche, ou par incision au bistouri sur une sonde cannelée.

Vue peropératoire lors d’une castration par voie abdominale chez le rat. Dès l’ouverture de la paroi abdominale, les testicules, refoulés depuis les scrotums à travers l’anneau inguinal, deviennent immédiatement visibles.

Vue peropératoire lors d’une castration par voie abdominale chez le rat. Comparé à la taille de l’animal, le testicule du rat est très volumineux. L’épididyme, très allongé, est peu solidaire du testicule. Il existe un corps adipeux rétrotesticulaire, situé ici le long du cordon, qui peut être ôté lors de la castration.

Tableau : Avantages et inconvénients des différentes techniques de castration chez le rat et solutions proposées

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