Comment évaluer et contrôler le parasitisme chez le cheval ? - La Semaine Vétérinaire n° 1698 du 30/11/2016
La Semaine Vétérinaire n° 1698 du 30/11/2016

CONFÉRENCE

PRATIQUE MIXTE

Formation

Auteur(s) : ANNE COUROUCÉ-MALBLANC 

Pour évaluer et contrôler le parasitisme, il convient d’effectuer un comptage des œufs sur les animaux. Cette procédure est aussi appelée fecal egg count (FEC).

Objectifs du comptage

Ce comptage peut avoir trois objectifs :


 Tester la résistance d’un vermifuge, en effectuant deux comptages à plusieurs semaines d’intervalle.

Cela doit se faire sur au moins six chevaux (rappelons que la population étudiée ici est celle des parasites et non pas des individus).


 Réaliser un screening sur une population de chevaux pour :

- identifier les excréteurs au sein d’un troupeau. Généralement, c’est la règle des “80/20” qui s’applique, 80 % des chevaux n’excrétant pas ou peu d’œufs et 20 % étant de gros excréteurs (> 200 œufs par gramme, ou OPG). Ces 20 % de chevaux contaminent l’environnement et contribuent à augmenter la pression de sélection. Il convient donc de les identifier ;

- déterminer si le cheval est infesté par des ascaris ou des strongles, car il ne sera pas traité avec la même molécule.


 Effectuer un diagnostic clinique. Pour cela, il est nécessaire de valider les techniques de coproscopie utilisées.

Pour le comptage des œufs de Parascaris, par exemple, la sensibilité est de 0,72, la spécificité de 0,94, la valeur prédictive positive de 0,95 et la négative de 0,66. Cela signifie donc que l’on peut valider un comptage positif plus qu’un comptage négatif qui peut être un faux négatif.

Il est également important de se rappeler que le comptage des œufs signifie que le cheval excrète des œufs. Cela ne veut pas dire que l’animal a de nombreux parasites adultes. La valeur seuil à considérer pour déterminer qu’un sujet est infesté peut varier mais est généralement comprise entre 200 et 500 OPG.

Les ténias

Un article récent de M. Nielsen (2016) présente les différentes techniques diagnostiques des ténias chez les chevaux. Concernant la coproscopie, la sensibilité est faible, le moment optimal de l’année pour l’effectuer étant l’hiver et le début du printemps dans un climat tempéré. La sensibilité la plus importante rapportée est de 60 %, ce qui illustre l’existence de nombreux faux négatifs.

Des techniques Elisa (enzyme-linked immunosorbent assay) ont été développées chez le cheval (tableau). La détection des immunoglobulines G ou IgG(T) dans la salive semble prometteuse, mais ce test n’est actuellement pas commercialisé. Attention à l’interprétation de ces tests, car ils reflètent une exposition d’un troupeau aux ténias plus qu’une infection individuelle.

Malgré un certain nombre de techniques décrites pour le diagnostic, aucune n’est efficace pour évaluer l’efficacité du traitement anthelminthique.

Les coliques iléocæcales semblent associées à une infection avec Anoplocephala perfoliata. Néanmoins, le risque de coliques chez des chevaux infectés n’a pas été quantifié. Plus d’études épidémiologiques sont donc nécessaires pour préciser ce point.

Les strongles

Pour les strongles, il convient de bien se rappeler que les larves sont la cause des problèmes cliniques. Or elles ne produisent pas d’œufs. Le comptage d’œufs ne reflète donc pas ce qui se passe et n’est pas un bon moyen pour effectuer un diagnostic clinique. S’il existe une suspicion de cyathostomose larvaire, il importe de traiter le cheval sans se référer à un comptage d’œufs, qui aura de fortes chances d’être négatif.

Strongylus vulgaris

La prévalence est encore assez faible dans de nombreux pays. Néanmoins, celle de Strongylus vulgaris augmente dans les élevages qui ont pratiqué une thérapeutique sélective, comme au Danemark ou en Suède. Elle passe de 2 % en Allemagne à des prévalences individuelles de 30 % et, sur les élevages, de 60 % en Suède, par exemple.

Or Strongylus vulgaris est très dangereux et peut causer des coliques (infarctions intestinales, notamment). Ceci a été récemment mis en évidence par M. K. Nielsen et coll.1.

Parascaris spp.

Le pic d’infection chez les poulains survient après 4 à 5 mois, puis à 9 mois2.

Recommandations pratiques pour traiter les chevaux


 Doit-on vermifuger la mère avant le poulinage ?

Le but recherché étant d’empêcher la transmission de Strongyloides westeri, qui se fait entre J5 et J40 post-partum via le lait, il est recommandé de traiter la mère au moment du poulinage, et non pas avant, avec une lactone macrocyclique (ivermectine, par exemple).


 Comment vermifuger les poulains dans leur première année ?

- Entre 2 et 3 mois, il convient de cibler les ascaris pour éviter notamment les impactions. La molécule de choix est un benzimidazole.

- Entre 5 et 6 mois, faire une coproscopie permet de savoir contre quoi lutter. S’il s’agit d’ascaris, privilégier les benzimidazoles ; si ce sont des strongles, préférer les lactones macrocycliques.

- À 9 mois, cibler les strongles avec une molécule efficace : ivermectine, moxidectine.

- À 12 mois : idem qu’9 mois en combinant ce traitement avec un autre contre les ténias (praziquantel). Il est également possible d’inclure le praziquantel dès 9 mois.


Comment vermifuger les jeunes chevaux (1 à 3 ans) ?

Il est conseillé de réaliser trois traitements par an : un au printemps, un à l’été et un autre à l’automne, sans oublier de cibler les ténias à cette saison également. Au cours de l’année, ce sont les strongles qui sont visés et il est donc nécessaire d’utiliser des molécules efficaces (pas de benzimidazole).


 Comment vermifuger les adultes (4 ans et plus) ?

Chez les adultes, la mise en place d’une approche combinée avec coproscopies et traitements stratégiques est recommandée. Cela doit inclure un traitement à l’automne avec de la moxidectine et du praziquantel, puis une thérapeutique sélective au printemps, tout en évaluant régulièrement l’efficacité des molécules utilisées.

1 Nielsen M., Jacobsen S., Olsen S. N. et coll. Nonstrangulating intestinal infarction associated with Strongylus vulgaris in referred Danish equine cases. Equine Vet. J. 2016 may;48(3):376-379.

2 Voir La Semaine Vétérinaire n° 1689 du 30/9/2016, page 38.

Nielsen M., von Samson-Himmelstjerna G., Pfister K. et coll. The appropriate antiparasitic treatment : coping with emerging threats from old adversaries. Equine Vet. J. 2016 may;48(3):374-375.

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