Le pyothorax bénéficie d’un bon pronostic

Un chat main coon mâle non castré de six mois est présenté en consultation chez son vétérinaire traitant pour apathie et anorexie depuis deux jours. Il est correctement vacciné et vermifugé. Il vit exclusivement à l’intérieur et n’a pas pu être exposé à des substances toxiques. Une respiration ample et lente est notée par le vétérinaire traitant. Les radiographies montrent un épanchement pleural bilatéral volumineux masquant la silhouette cardiaque. Le chat est référé pour exploration de l’épanchement pleural et échocardiographie.

Le jour de sa présentation, quatre jours après le début des symptômes, il est cachectique (3,5 kg). Il présente une déshydratation marquée (supérieure à 10 %) et il est hypothermique (37 °C). Ses muqueuses sont roses et le temps de recoloration capillaire est supérieur à deux secondes. La respiration est ample, lente et légèrement discordante. Il est bradycarde. Les bruits pulmonaires et cardiaques sont atténués, en particulier à gauche.

Une mise en culture est pratiquée sur le liquide d’épanchement

Les paramètres biochimiques et le ionogramme sont dans les normes. L’hémogramme montre une neutrophilie (16,8 x 10⁹/l ; norme : 3,3 à 12), sans autre anomalie.

L’examen échographique révèle un volumineux épanchement pleural bilatéral fortement cellulaire à gauche et modérément cellulaire à droite, plus abondant à gauche. Plusieurs nodules échogènes de 1,5 cm de diamètre le long du médiastin cranial et du côté de l’hémithorax droit, de nature inconnue, sont présents.

L’examen échocardiographique est considéré comme normal. Devant un hématocrite, un taux de protéines et un comptage plaquettaire normaux, l’impossibilité d’ingestion d’anticoagulants et face à la nécessité d’agir urgemment compte tenu de l’état de faiblesse du chat, une ponction thoracique évacuatrice est réalisée, sans autre examen. Après une oxygénation et une désinfection, les deux hémithorax sont ponctionnés en regard du tiers ventral du huitième espace intercostal avec un microperfuseur de 21G monté sur un robinet à trois voies et une seringue de 10 ml. Un liquide épais, malodorant (en particulier à gauche), légèrement verdâtre est recueilli (150 ml à gauche et 50 ml à droite). Les premiers millilitres sont conservés pour une culture. La radiographie thoracique postponction montre la persistance d’une quantité modérée d’épanchement. Aucune lésion pulmonaire ou médiastinale n’est détectable. La culture de l’épanchement met en évidence une population mixte de germes anaérobies, sensibles au métronidazole selon les résultats de l’antibiogramme.

Un puis deux drains thoraciques sont mis en place

Le chat est perfusé avec du Ringer lactate (5 ml/kg/h). Il reçoit de la céphalexine (1 mg/kg, deux fois par jour, par voie intraveineuse) et de l’enrofloxacine (5 mg/kg/j, par voie sous-cutanée). Il retrouve son appétit dès le lendemain de la ponction. L’antibiothérapie est alors complétée avec du métronidazole (15 mg/kg per os, deux fois par jour) qui sera par la suite utilisé seul au regard des résultats de l’antibiogramme.

Après deux jours d’hospitalisation, un drain thoracique dans l’hémithorax gauche est mis en place. Le chat est préoxygéné pendant dix minutes. L’anesthésie est induite avec du propofol, prolongée avec un mélange gazeux oxygène-isoflurane. Un drain thoracique de 8 French est introduit dans le huitième espace intercostal après tunnélisation sous-cutanée à partir du onzième espace intercostal. Il est relié à un robinet à trois voies et est maintenu par une suture en bourse et un lacet chinois. 150 ml de pus sont recueillis. Un cliché radiographique permet de contrôler la bonne position du drain. Des lavages avec du sérum physiologique réchauffé à température corporelle sont réalisés sous anesthésie générale. La percussion des côtes permet de recueillir de la fibrine. Le chat reçoit une injection intraveineuse de chlorydrate de morphine (0,1 mg/kg), répétée quatre heures après son réveil. L’oxygénation est maintenue au masque jusqu’au réveil complet. Le drain est protégé par un pansement occlusif. Des aspirations en condition stérile sont effectuées deux fois par jour. Devant l’impossibilité de vidanger totalement l’hémithorax droit (objectivée par échographie), un second drain thoracique est mis en place à droite au huitième jour d’hospitalisation.

L’antibiothérapie est poursuivie pendant deux mois

Le chat retrouve rapidement son entrain et reprend du poids. Au onzième jour d’hospitalisation, les drains ne sont plus productifs (la radiographie montre qu’ils ne sont pas pliés). Une opacification pleurale persiste néanmoins. L’échographie permet d’exclure la persistance de liquide libre dans la cavité pleurale. La plèvre pariétale de l’hémithorax gauche apparaît épaissie dans le tiers ventral et présente une loge liquidienne anéchogène de 5 mm d’épaisseur. Les lésions nodulaires médiastinales ne sont plus visibles. Les drains sont retirés après une sédation (xylazine). Les orifices de sortie des drains sont désinfectés et agrafés. Le chat reçoit une injection d’acide tolfénamique (4 mg/kg par voie sous-cutanée) après antagonisation de la xylazine avec de l’atipamézole. L’animal est rendu à ses propriétaires qui poursuivent l’antibiothérapie (métronidazole) pendant huit semaines.

Huit semaines plus tard, les radiographies sont normales

Le chat est réexaminé dix jours après sa sortie. Son état général est bon. Il est légèrement tachypnéique et présente une fatigue à l’effort. Les images radiographiques sont inchangées et la plèvre apparaît toujours épaissie. La loge liquidienne est encore présente et est ponctionnée sous anesthésie générale après une désinfection chirurgicale de l’hémithorax gauche à l’aide d’un microperfuseur de 21G monté sur un robinet à trois voies. 20 ml d’un liquide séro-hémorragique sont recueillis. Pour des raisons financières, la mise en culture du liquide n’est pas possible, ainsi que la thoracotomie. Dix jours plus tard, l’état général est jugé bon. Les clichés radiographiques s’améliorent eux aussi. Huit semaines après sa sortie de la clinique, le chat revient en observation. La radiographie de contrôle est normale. Il pèse 6 kg.

Une maladie qui touche les jeunes chats vivant en communauté

Dans l’espèce féline, le pyothorax est plutôt rencontré chez les jeunes (moyenne d’âge de quatre à six ans). Il ne semble pas y avoir de prédisposition de race ou de sexe. Les chats qui vivent à plusieurs seraient davantage susceptibles d’être affectés. Les antécédents d’infection virale des voies respiratoires supérieures seraient un facteur favorisant. L’infection pleurale pourrait se produire via l’aspiration de la flore bactérienne oropharyngée par inhalation de poussière ou, par extension, à partir d’une structure adjacente (bronchopneumonie, rupture œsophagienne, trachéale ou bronchique, médiastinite ou infection subphrénique). L’inoculation de l’infection peut aussi être directe (coup de griffe, morsure, traumatisme thoracique pénétrant, corps étranger migrant, thoracocentèse ou thoracotomie) ou par diffusion à distance à partir d’un foyer septique. Les migrations parasitaires pourraient également être responsables de la translocation de bactéries digestives.

Des bactéries sont retrouvées dans près de 96 % des cas de pyothorax chez le chat. Il s’agit, dans 80 % des cas, de bactéries de la flore oropharyngée commensale. Dans moins de 20 % des cas, les bactéries isolées ne font pas partie de la flore oropharyngée (Staphylococcus spp., Rhodoccocus equi, Nocardia spp., Escherichia coli, Salmonella spp. Klebsiella spp., Proteus spp., Pseudomonas spp.). Des protozoaires (Toxoplasma gondii) et des agents fongiques (Cryptococcus spp, Candida albicans, Blastomyces dermatitidis) sont aussi retrouvés.

Le pyothorax évolue insidieusement et les symptômes sont souvent tardifs

Dans près de 80 % des cas, le chat est dyspnéique et abattu. La respiration peut apparaître restrictive avec une augmentation de la fréquence respiratoire et une dyspnée inspiratoire. Celle-ci est parfois subtile. Elle n’est d’ailleurs pas constatée dans près de 40 % des cas par le propriétaire. Dans 20 % des cas, la dyspnée est absente. L’état général est souvent mauvais, avec une déshydratation. Des anomalies à l’auscultation cardio-pulmonaire peuvent être perçues (bruits respiratoires anormaux et/ou atténuation des bruits cardiaques). Une toux est rapportée dans 14 à 30 % des cas. De la fièvre est notée dans 28 à 50 % des cas. Dans 35 % des cas, la température est normale (l’hypothermie est possible, signe d’un processus septique sévère, surtout quant une bradycardie est présente).

Le pyothorax évolue de façon insidieuse. Au moment du diagnostic, les signes cliniques peuvent évoluer déjà depuis une à deux semaines, voire des mois. Le diagnostic est souvent établi tard, lorsque les réserves respiratoires sont déjà diminuées. La décompensation peut alors être brutale (le pyothorax fait partie du diagnostic différentiel d’une mort soudaine).

L’épanchement est bilatéral dans 70 à 90 % des cas

La radiographie permet de détecter la présence de liquide dans l’espace pleural et des lésions thoraciques associées. Des clichés doivent toujours être réalisés après le drainage afin de rechercher notamment une bronchopneumonie primitive. L’échographie permet de confirmer la présence de liquide, qui apparaît souvent hypoéchogène ou floconneux sous forme de multiples échos. Parfois, des loges sous formes de fibres qui s’étendent entre la plèvre pariétale et viscérale, des abcès ou des lésions de pleurésie restrictive sont observés. L’épanchement est bilatéral dans 70 à 90 % des cas.

Une leucocytose neutrophilique est parfois présente. Mais un comptage leucocytaire normal n’exclut pas un pyothorax. A l’inverse, certains chats sont neutropéniques. Une anémie légère à modérée est notée dans moins de 20 % des cas. Les analyses biochimiques peuvent montrer une hypoalbuminémie, une hyperglobulinémie, une hypoglycémie ou hyperglycémie, une hyponatrémie, une hypochlorémie, une hypocalcémie, une augmentation de l’aspartate aminotransférase et de la bilirubine.

Le diagnostic de certitude passe par le prélèvement par thoracocentèse d’un échantillon de liquide pleural. Une analyse complète du liquide doit toujours être réalisée, afin de confirmer le diagnostic, d’identifier l’agent pathogène responsable et pour réaliser un antibiogramme. Le liquide est recueilli dans un tube EDTA destiné à l’analyse cytologique et placé dans un milieu de transport spécifique pour la mise en culture aérobie et anaérobie. L’aspect du liquide permet souvent de suspecter un pyothorax.

Il peut être malodorant, notamment lors d’infection à germes anaérobies. Les exsudats septiques sont souvent turpides, voire opaques ou floculeux. La teinte est d’aspect crème, rose, verdâtre ou couleur sang. Les caractéristiques du liquide sont celles d’un exsudat (taux de protéines supérieur à 30 g/l, densité au-dessus de 1,025, comptage cellulaire supérieur à 7 000/µl). Par ailleurs, le dosage de la lactate déshydrogénase est classiquement supérieur à 200 UI/l, le pH inférieur ou égal à 6,9 et le taux de sucre en dessous de 1,68 mmol/l.

Les chats euthanasiés pour refus de soins mis à part, la plupart des chats atteints meurent ou sont euthanasiés dans les premières quarante-huit heures qui suivent l’examen clinique. Certains succombent notamment au cours de l’examen clinique ou peu de temps après, d’où l’importance d’une prise en charge rapide et d’une manipulation précautionneuse. Quand l’animal est pris en charge, le taux de guérison varie selon les publications (de 66 à 95 %). Des récidives sont possibles plusieurs semaines ou plusieurs mois après (6 à 14 % des cas).

Thoracostomie et antibiothérapie ciblée constituent ensemble le meilleur traitement

Si un traitement antibiotique seul ou une succession de ponctions évacuatrices par thoracocentèse combinées à une antibiothérapie peuvent parfois se révéler salvateurs, le consensus actuel penche en faveur de la mise en place d’un ou de deux tubes de thoracostomie associée à une antibiothérapie dirigée. Ce protocole offre les meilleures chances de guérison.

La thoracotomie exploratrice n’est indiquée d’emblée que dans le cas où les examens d’imagerie font suspecter une lésion pulmonaire, médiastinale ou d’épanchement en loges.

Certains auteurs conseillent de mettre automatiquement en place un tube de thoracostomie dans chaque hémithorax quand l’épanchement est bilatéral. Un seul tube peut néanmoins suffire. S’il persiste du liquide dans l’hémithorax opposé après plusieurs jours de drainage, un second tube devra alors être posé. La succion intermittente des drains semble suffisante. C’est la technique la moins chère et la moins contraignante.

Le lavage thoracique est controversé. Certains le déconseillent pour des risques de contamination nosocomiale. Pour d’autres, il aurait l’avantage de prévenir l’obstruction du drain par des débris, de rompre d’éventuelles adhésions de la plèvre et d’avoir un effet de dilution des bactéries et des médiateurs de l’inflammation. Les lavages intermittents permettent aussi de détecter rapidement un éventuel défaut de drainage. V. R Barrs et ses collaborateurs (^{voir bibliographie 2}) conseillent de réaliser des lavages toutes les quatre heures pendant vingt-quatre à quarante-huit heures, puis deux à trois fois par jour, avec du NaCl 0,9 % réchauffé à température corporelle et à raison de 10 à 25 ml/kg au maximum par lavage et par tube.

Les tubes de thoracostomie sont laissés en place jusqu’à ce qu’ils ne produisent plus que 2 ml/kg/j de liquide, que la résolution de l’épanchement pleural soit objectivée sur la radiographie et, idéalement, que les signes d’infection aient disparu à l’examen cytologique. Des études récentes rapportent que le drainage est effectué en moyenne pendant cinq à six jours. La bonne position et l’efficacité des drains sont systématiquement vérifiées par radiographie, après la pose et toutes les quarante-huit heures.

Il est conseillé de mesurer quotidiennement les électrolytes, l’hématocrite, le taux d’albumine, le taux de protéines, les volumes de liquide de lavage injectés et aspirés de nouveau, ainsi que le poids du chat.

L’adjonction d’antibiotiques dans le liquide de lavage n’est pas recommandée

Le choix de l’antibiothérapie est guidé par l’antibiogramme. Dans l’attente des résultats de laboratoire, l’utilisation seule de l’amoxicilline-acide clavulanique (12 à 20 mg/kg deux fois par jour) ou de la combinaison ampicilline ou amoxicilline (10 à 20 mg/kg deux fois par jour) et métronidazole (15 mg/kg deux fois par jour) semble un bon compromis, de préférence par voie parentérale. Dès lors que l’animal se nourrit bien et que l’état général est stable, l’administration de l’antibiotique pourra se faire per os. L’anorexie se résout en général dans les quarante-huit heures qui suivent le drainage et la mise en place de l’antibiothérapie. Celle-ci doit toujours être longue, en moyenne cinq à sept semaines. Il convient de toujours réaliser des clichés radiographiques une à deux semaines après l’arrêt de l’antibiothérapie, afin de s’assurer de la disparition de tout signe d’infection. L’adjonction d’antibiotiques dans le liquide de lavage ne paraît pas recommandée.

L’efficacité des fibrinolytiques in situ n’est à ce jour pas prouvée.

La chirurgie est à réaliser en cas d’échec du traitement médical ou de complications

L’exploration chirurgicale est conseillée en cas d’échec du traitement médical, c’est-à-dire lors de persistance du liquide après trois à sept jours de drainage, en cas de développement d’un pneumothorax et d’obstruction des drains par des adhérences. Deux études ont montré que là où le traitement médical avait échoué (dans 5 % et 9 % des cas), la thoracotomie a été curative.

Le but de la thoracotomie est d’identifier une cause primaire comme un corps étranger végétal, de retirer les tissus nécrotiques, de rompre les adhérences fibrineuses et de positionner convenablement les tubes de thoracostomie. Contrairement au chien chez qui la présence d’Actinomyces spp. est souvent associée à la présence d’un corps étranger végétal et pour lequel la thoracotomie serait d’emblée conseillée, chez le chat le traitement médical pourrait suffire.

BIBLIOGRAPHIE

• 1 – V.R. Barrs, J.A. Beatly : « Feline pyothorax – new insights into an old problem : part 1. Aetiopathogenis and diagnostic investigation », Vet. J., 2009, vol. 179, n° 2, pp. 163-170.
• 2 – V.R. Barrs, J.A. Beatly : « Feline pyothorax – new insights into an old problem : part 2. Treatment recommendations and prophylaxis », Vet. J., 2009, vol. 179, n° 2, pp. 171-178.
• 3 – C.M. MacPhail : « Medical and surgical management of pyothorax », Vet Clin North Am Small Pract, 2007, vol. 37, n° 5, pp. 975-988.
• 4 – A.L. Walker, S.J. Spencer, C.H. Dwight : « Bacteria associated with pyothorax of dogs and cats : 98 cases (1989-1998) », JAVMA, 2000, pp. 359-363.
• 5 – L.S. Waddell, C.A. Brady, K.J. Drobatz : « Risk factor, prognostic indicators and outcome of pyothorax in cats : 80 cases (1986-1999) », JAVMA, 2002, pp. 819-824.